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38.4B: Fibras del músculo esquelético - Biología

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Los músculos esqueléticos se componen de subunidades estriadas llamadas sarcómeros, que se componen de los miofilamentos actina y miosina.

Objetivos de aprendizaje

  • Esquema de la estructura de una fibra de músculo esquelético.

Puntos clave

  • Los músculos están compuestos por haces largos de miocitos o fibras musculares.
  • Los miocitos contienen miles de miofibrillas.
  • Cada miofibrilla está compuesta por numerosos sarcómeros, la región funcional contracil de un músculo estriado. Los sarcómeros están compuestos de miofilamentos de miosina y actina, que interactúan utilizando el modelo de filamento deslizante y el ciclo de puente cruzado para contraerse.

Términos clave

  • sarcoplasma: El citoplasma de un miocito.
  • retículo sarcoplásmico: El equivalente del retículo endoplásmico liso en un miocito.
  • sarcolema: La membrana celular de un miocito.
  • sarcómero: Unidad contráctil funcional de la miofibrilla de un músculo estriado.

Estructura de la fibra del músculo esquelético

Los miocitos, a veces llamados fibras musculares, forman la mayor parte del tejido muscular. Están unidos por perimisio, una vaina de tejido conectivo, en haces llamados fascículos, que a su vez se agrupan para formar tejido muscular. Los miocitos contienen numerosas estructuras celulares especializadas que facilitan su contracción y, por tanto, la del músculo en su conjunto.

La estructura altamente especializada de los miocitos ha llevado a la creación de una terminología que los diferencia de las células animales genéricas.

Célula genérica> Miocito

Citoplasma> Sarcoplasma

Membrana celular> Sarcolema

Retículo endoplásmico liso> Retículo sarcoplásmico

Estructura de miocitos

Los miocitos pueden ser increíblemente grandes, con diámetros de hasta 100 micrómetros y longitudes de hasta 30 centímetros. El sarcoplasma es rico en glucógeno y mioglobina, que almacenan la glucosa y el oxígeno necesarios para la generación de energía, y está casi completamente lleno de miofibrillas, las fibras largas compuestas de
miofilamentos que facilitan la contracción muscular.

El sarcolema de los miocitos contiene numerosas invaginaciones (hoyos) llamadas túbulos transversales que suelen ser perpendiculares a la longitud del miocito. Los túbulos transversales juegan un papel importante en el suministro de Ca al miocito+ iones, que son clave para la contracción muscular.

Cada miocito contiene múltiples núcleos debido a su derivación de múltiples mioblastos, células progenitoras que dan lugar a miocitos. Estos mioblastos se localizan en la periferia del miocito y se aplanan de modo
para no afectar la contracción de los miocitos.

Estructura de las miofibrillas

Cada miocito puede contener muchos miles de miofibrillas. Las miofibrillas corren paralelas al miocito y típicamente corren en toda su longitud, adhiriéndose al sarcolema en cada extremo. Cada miofibrilla está rodeada por el retículo sarcoplásmico, que está estrechamente asociado con los túbulos transversales. El retículo sarcoplásmico actúa como sumidero de Ca+ iones, que se liberan tras la señalización de los túbulos transversales.

Sarcómeros

Las miofibrillas están compuestas por miofilamentos largos de actina, miosina y otras proteínas asociadas. Estas proteínas están organizadas en regiones denominadas sarcómeros, la región contráctil funcional del miocito. Dentro de la actina y la miosina del sarcómero, los miofilamentos se entrelazan entre sí y se deslizan unos sobre otros mediante el modelo de contracción del filamento deslizante. La organización regular de estos sarcómeros da al músculo esquelético y cardíaco su distintivo aspecto estriado.

Sarcómero: El sarcómero es la región contráctil funcional del miocito y define la región de interacción entre un conjunto de filamentos gruesos y delgados.

Miofilamentos (filamentos gruesos y delgados)

Las miofibrillas están compuestas por estructuras más pequeñas llamadas miofilamentos. Hay dos tipos principales de miofilamentos: filamentos gruesos y filamentos delgados. Los filamentos gruesos están compuestos principalmente de proteínas de miosina, cuyas colas se unen dejando las cabezas expuestas a los delgados filamentos entrelazados. Los filamentos delgados están compuestos de actina, tropomiosina y troponina. El modelo molecular de contracción que describe la interacción entre los miofilamentos de actina y miosina se denomina ciclo de puente cruzado.


BIO 140 - Biología humana I - Libro de texto

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Capítulo 38

Músculo esquelético

  • Describir las capas de tejido conectivo que envuelven el músculo esquelético.
  • Explicar cómo trabajan los músculos con los tendones para mover el cuerpo.
  • Identificar áreas de las fibras del músculo esquelético.
  • Describir el acoplamiento excitación-contracción.

La característica más conocida del músculo esquelético es su capacidad para contraerse y provocar movimiento. Los músculos esqueléticos actúan no solo para producir movimiento sino también para detener el movimiento, como resistir la gravedad para mantener la postura. Se necesitan pequeños y constantes ajustes de los músculos esqueléticos para mantener un cuerpo erguido o equilibrado en cualquier posición. Los músculos también previenen el movimiento excesivo de los huesos y las articulaciones, manteniendo la estabilidad esquelética y previniendo el daño o la deformación de la estructura esquelética. Las articulaciones pueden desalinearse o dislocarse por completo al tirar de los huesos asociados, los músculos trabajan para mantener estables las articulaciones. Los músculos esqueléticos están ubicados en todo el cuerpo en las aberturas de los tractos internos para controlar el movimiento de diversas sustancias. Estos músculos permiten que funciones como la deglución, la micción y la defecación estén bajo control voluntario. Los músculos esqueléticos también protegen los órganos internos (particularmente los órganos abdominales y pélvicos) actuando como una barrera externa o escudo contra el trauma externo y soportando el peso de los órganos.

Los músculos esqueléticos contribuyen al mantenimiento de la homeostasis en el cuerpo al generar calor. La contracción muscular requiere energía y, cuando se degrada el ATP, se produce calor. Este calor se nota mucho durante el ejercicio, cuando el movimiento muscular sostenido hace que la temperatura corporal aumente, y en casos de frío extremo, cuando los escalofríos producen contracciones aleatorias del músculo esquelético para generar calor.

Cada músculo esquelético es un órgano que consta de varios tejidos integrados. Estos tejidos incluyen las fibras del músculo esquelético, los vasos sanguíneos, las fibras nerviosas y el tejido conectivo. Cada músculo esquelético tiene tres capas de tejido conectivo (llamado & ldquomysia & rdquo) que lo encierran y proporcionan estructura al músculo como un todo, y también compartimentan las fibras musculares dentro del músculo (Figura 1). Cada músculo está envuelto en una vaina de tejido conectivo irregular y denso llamado epimisio, que permite que un músculo se contraiga y se mueva con fuerza mientras mantiene su integridad estructural. El epimisio también separa el músculo de otros tejidos y órganos de la zona, lo que permite que el músculo se mueva de forma independiente.

Figura 1: haces de fibras musculares, llamados fascículos, están cubiertos por el perimisio. Las fibras musculares están cubiertas por el endomisio.

Dentro de cada músculo esquelético, las fibras musculares están organizadas en haces individuales, cada uno llamado fascículo, por una capa intermedia de tejido conectivo llamada perimisio. Esta organización fascicular es común en los músculos de las extremidades y permite que el sistema nervioso desencadene un movimiento específico de un músculo activando un subconjunto de fibras musculares dentro de un haz o fascículo del músculo. Dentro de cada fascículo, cada fibra muscular está encerrada en una fina capa de tejido conectivo de colágeno y fibras reticulares llamada endomisio. El endomisio contiene el líquido extracelular y los nutrientes para apoyar la fibra muscular. Estos nutrientes se suministran a través de la sangre al tejido muscular.

En los músculos esqueléticos que trabajan con tendones para tirar de los huesos, el colágeno de las tres capas de tejido (la misia) se entrelaza con el colágeno de un tendón. En el otro extremo del tendón, se fusiona con el periostio que recubre el hueso. La tensión creada por la contracción de las fibras musculares se transfiere a través de la misia, al tendón y luego al periostio para tirar del hueso para el movimiento del esqueleto. En otros lugares, la misia puede fusionarse con una lámina ancha similar a un tendón llamada aponeurosis, o con la fascia, el tejido conectivo entre la piel y los huesos. La hoja ancha de tejido conectivo en la parte inferior de la espalda en la que se fusionan los músculos dorsal ancho (los y ldquolats) es un ejemplo de aponeurosis.

Cada músculo esquelético también recibe abundante suministro de vasos sanguíneos para la nutrición, el suministro de oxígeno y la eliminación de desechos. Además, cada fibra muscular en un músculo esquelético es suministrada por la rama axónica de una neurona motora somática, que le indica a la fibra que se contraiga. A diferencia del músculo cardíaco y liso, la única forma de contraer funcionalmente un músculo esquelético es mediante la señalización del sistema nervioso.

Fibras del músculo esquelético

Debido a que las células del músculo esquelético son largas y cilíndricas, se las conoce comúnmente como fibras musculares. Las fibras del músculo esquelético pueden ser bastante grandes para las células humanas, con diámetros de hasta 100 & mumy longitudes de hasta 30 cm (11,8 pulgadas) en el sartorio de la parte superior de la pierna. Durante el desarrollo temprano, los mioblastos embrionarios, cada uno con su propio núcleo, se fusionan con hasta cientos de otros mioblastos para formar las fibras musculares esqueléticas multinucleadas. Los núcleos múltiples significan múltiples copias de genes, lo que permite la producción de grandes cantidades de proteínas y enzimas necesarias para la contracción muscular.

Alguna otra terminología asociada con las fibras musculares tiene sus raíces en el griego sarco, que significa & ldquoflesh. & rdquo La membrana plasmática de las fibras musculares se llama sarcolema, el citoplasma se conoce como sarcoplasma y el retículo endoplásmico liso especializado, que almacena, libera y recupera iones de calcio (Ca ++) se denomina sarcoplasma. retículo (SR) (Figura 2). Como se describirá pronto, la unidad funcional de una fibra de músculo esquelético es el sarcómero, una disposición muy organizada de los miofilamentos contráctiles actina (filamento delgado) y miosina (filamento grueso), junto con otras proteínas de soporte.

Figura 2: Una fibra de músculo esquelético está rodeada por una membrana plasmática llamada sarcolema, que contiene sarcoplasma, el citoplasma de las células musculares. Una fibra muscular está compuesta por muchas fibrillas, que le dan a la célula su apariencia estriada.

El sarcómero

La apariencia estriada de las fibras musculares esqueléticas se debe a la disposición de los miofilamentos de actina y miosina en orden secuencial desde un extremo de la fibra muscular al otro. Cada paquete de estos microfilamentos y sus proteínas reguladoras, troponina y tropomiosina (junto con otras proteínas) se denomina sarcómero.

Mire el video vinculado a continuación para obtener más información sobre las macro y microestructuras de los músculos esqueléticos. (a) ¿Cuáles son los nombres de los "puntos de unión" entre los sarcómeros? (b) ¿Cuáles son los nombres de las & ldquosubunidades & rdquo dentro de las miofibrillas que corren a lo largo de las fibras del músculo esquelético? (c) ¿Qué es la & ldquodouble hebra de perlas & rdquo descrita en el video? (d) ¿Qué le da a una fibra de músculo esquelético su apariencia estriada?

El sarcómero es la unidad funcional de la fibra muscular. El sarcómero en sí está agrupado dentro de la miofibrilla que recorre toda la longitud de la fibra muscular y se adhiere al sarcolema en su extremo. A medida que las miofibrillas se contraen, toda la célula muscular se contrae. Debido a que las miofibrillas son solo aproximadamente 1,2 & mum de diámetro, se pueden encontrar cientos o miles (cada uno con miles de sarcómeros) dentro de una fibra muscular. Cada sarcómero es aproximadamente 2 & mum de longitud con una disposición tridimensional en forma de cilindro y está bordeada por estructuras llamadas discos Z (también llamadas líneas Z, porque las imágenes son bidimensionales), a las que están anclados los miofilamentos de actina (Figura 3). Debido a que la actina y su complejo troponina-tropomiosina (que se proyecta desde los discos Z hacia el centro del sarcómero) forman hebras que son más delgadas que la miosina, se denomina filamento delgado del sarcómero. Del mismo modo, debido a que las hebras de miosina y sus múltiples cabezas (que se proyectan desde el centro del sarcómero, hacia los discos Z, pero no todo hasta ellos) tienen más masa y son más gruesas, se les llama filamento grueso del sarcómero.

Figura 3: El sarcómero, la región de una línea Z a la siguiente línea Z, es la unidad funcional de una fibra de músculo esquelético.

La unión neuromuscular

Otra especialización del músculo esquelético es el sitio donde una neurona motora y un terminal rsquos se encuentran con la fibra muscular, llamado unión neuromuscular (NMJ). Aquí es donde la fibra muscular responde por primera vez a la señalización de la neurona motora. Cada fibra del músculo esquelético en cada músculo esquelético está inervada por una neurona motora en el NMJ. Las señales de excitación de la neurona son la única forma de activar funcionalmente la fibra para que se contraiga.

Cada fibra del músculo esquelético es suministrada por una neurona motora en el NMJ. Mire el video vinculado a continuación para obtener más información sobre lo que sucede en el NMJ. (a) ¿Cuál es la definición de unidad motora? (b) ¿Cuál es la diferencia estructural y funcional entre una unidad motora grande y una unidad motora pequeña? (c) ¿Puede dar un ejemplo de cada uno? (d) ¿Por qué se degrada el neurotransmisor acetilcolina después de unirse a su receptor?

Acoplamiento excitación-contracción

Todas las células vivas tienen potenciales de membrana o gradientes eléctricos a través de sus membranas. El interior de la membrana suele estar entre -60 y -90 mV, en relación con el exterior. Esto se conoce como potencial de membrana celular. Las neuronas y las células musculares pueden utilizar sus potenciales de membrana para generar señales eléctricas. Lo hacen controlando el movimiento de partículas cargadas, llamadas iones, a través de sus membranas para crear corrientes eléctricas. Esto se logra abriendo y cerrando proteínas especializadas en la membrana llamadas canales iónicos. Aunque las corrientes generadas por los iones que se mueven a través de estas proteínas de canal son muy pequeñas, forman la base tanto de la señalización neural como de la contracción muscular.

Tanto las neuronas como las células del músculo esquelético son eléctricamente excitables, lo que significa que pueden generar potenciales de acción. Un potencial de acción es un tipo especial de señal eléctrica que puede viajar a lo largo de la membrana celular como una onda. Esto permite que una señal se transmita de forma rápida y fiel a largas distancias.

Aunque el término acoplamiento excitación-contracción confunde o asusta a algunos estudiantes, se reduce a esto: para que una fibra del músculo esquelético se contraiga, su membrana debe primero ser & ldquoexcitada & rdquo & mdash; en otras palabras, debe ser estimulada para disparar un potencial de acción. El potencial de acción de las fibras musculares, que recorre el sarcolema como una onda, se "empareja" con la contracción real a través de la liberación de iones de calcio (Ca ++) del SR. Una vez liberado, el Ca ++ interactúa con las proteínas protectoras, obligándolas a moverse a un lado para que los sitios de unión a actina estén disponibles para la unión de las cabezas de miosina. Luego, la miosina tira de los filamentos de actina hacia el centro, acortando la fibra muscular.

En el músculo esquelético, esta secuencia comienza con señales de la división motora somática del sistema nervioso. En otras palabras, el paso de "excitación" en los músculos esqueléticos siempre se activa mediante señales del sistema nervioso (Figura 4).

Figura 4: En el NMJ, el terminal del axón libera ACh. La placa motora terminal es la ubicación de los receptores ACh en el sarcolema de las fibras musculares. Cuando se liberan moléculas de ACh, se difunden a través de un espacio diminuto llamado hendidura sináptica y se unen a los receptores.

Las neuronas motoras que le dicen a las fibras del músculo esquelético que se contraigan se originan en la médula espinal, con un número menor ubicado en el tronco del encéfalo para la activación de los músculos esqueléticos de la cara, la cabeza y el cuello. Estas neuronas tienen procesos largos, llamados axones, que están especializados para transmitir potenciales de acción a grandes distancias, en este caso, mdash, desde la médula espinal hasta el músculo mismo (que puede estar a una distancia de hasta un metro). Los axones de múltiples neuronas se agrupan para formar nervios, como alambres agrupados en un cable.

La señalización comienza cuando un potencial de acción neuronal viaja a lo largo del axón de una neurona motora y luego a lo largo de las ramas individuales para terminar en el NMJ. En el NMJ, el axón terminal libera un mensajero químico, o neurotransmisor, llamado acetilcolina (ACh). Las moléculas de ACh se difunden a través de un espacio diminuto llamado hendidura sináptica y se unen a los receptores de ACh ubicados dentro de la placa motora terminal del sarcolema en el otro lado de la sinapsis. Una vez que la ACh se une, se abre un canal en el receptor de ACh y los iones cargados positivamente pueden pasar a la fibra muscular, lo que hace que se despolarice, lo que significa que el potencial de membrana de la fibra muscular se vuelve menos negativo (más cercano a cero).

A medida que la membrana se despolariza, se activa la apertura de otro conjunto de canales iónicos llamados canales de sodio activados por voltaje. Los iones de sodio ingresan a la fibra muscular y un potencial de acción se propaga rápidamente (o se "apaga") a lo largo de toda la membrana para iniciar el acoplamiento de excitación-contracción.

Las cosas suceden muy rápido en el mundo de las membranas excitables (solo piense en lo rápido que puede chasquear los dedos tan pronto como decida hacerlo). Inmediatamente después de la despolarización de la membrana, se repolariza, restableciendo el potencial de membrana negativo. Mientras tanto, la ACh en la hendidura sináptica es degradada por la enzima acetilcolinesterasa (AChE) de modo que la ACh no puede volver a unirse a un receptor y reabrir su canal, lo que provocaría una excitación y contracción muscular prolongada no deseada.

La propagación de un potencial de acción a lo largo del sarcolema es la parte de excitación del acoplamiento excitación-contracción. Recuerde que esta excitación en realidad desencadena la liberación de iones de calcio (Ca ++) de su almacenamiento en la célula y rsquos SR. Para que el potencial de acción alcance la membrana del SR, hay invaginaciones periódicas en el sarcolema, llamadas túbulos T (& ldquoT & rdquo significa & ldquotransverse & rdquo). Recordarás que el diámetro de una fibra muscular puede ser de hasta 100 & mum, por lo que estos túbulos en T aseguran que la membrana pueda acercarse al SR en el sarcoplasma. La disposición de un túbulo en T con las membranas de SR a cada lado se denomina tríada (Figura 5). La tríada rodea la estructura cilíndrica llamada miofibrilla, que contiene actina y miosina.

Figura 5: Los túbulos en T estrechos permiten la conducción de impulsos eléctricos. La SR funciona para regular los niveles intracelulares de calcio. Dos cisternas terminales (donde SR agrandado se conecta al túbulo en T) y un túbulo en T comprenden una tríada & mdasha & ldquothreesome & rdquo de membranas, con las de SR en dos lados y el túbulo en T intercalado entre ellos.

Los túbulos T llevan el potencial de acción al interior de la célula, lo que desencadena la apertura de canales de calcio en la membrana del SR adyacente, lo que hace que el Ca ++ se difunda fuera del SR y hacia el sarcoplasma. Es la llegada de Ca ++ al sarcoplasma lo que inicia la contracción de la fibra muscular por sus unidades contráctiles o sarcómeros.

Revisión del capítulo

Los músculos esqueléticos contienen tejido conectivo, vasos sanguíneos y nervios. Hay tres capas de tejido conectivo: epimisio, perimisio y endomisio. Las fibras del músculo esquelético se organizan en grupos llamados fascículos. Los vasos sanguíneos y los nervios ingresan al tejido conectivo y se ramifican en la célula.Los músculos se adhieren a los huesos directamente oa través de tendones o aponeurosis. Los músculos esqueléticos mantienen la postura, estabilizan los huesos y las articulaciones, controlan el movimiento interno y generan calor.

Las fibras del músculo esquelético son células largas y multinucleadas. La membrana de la célula es el sarcolema, el citoplasma de la célula es el sarcoplasma. El retículo sarcoplásmico (SR) es una forma de retículo endoplásmico. Las fibras musculares están compuestas por miofibrillas. Las estrías se crean mediante la organización de la actina y la miosina, lo que da como resultado el patrón de bandas de las miofibrillas.


Métodos actuales para la reparación y regeneración del tejido del músculo esquelético

El músculo esquelético tiene la capacidad de regenerarse después de una lesión. Sin embargo, para grandes volúmenes de pérdida muscular, esta regeneración necesita apoyo intervencionista. En consecuencia, la lesión muscular proporciona un desafío reconstructivo y regenerativo continuo en el trabajo clínico. Para promover la reparación y regeneración muscular, se han desarrollado diferentes estrategias en el último siglo y especialmente durante las últimas décadas, que incluyen técnicas quirúrgicas, fisioterapia, biomateriales e ingeniería del tejido muscular, así como la terapia celular. Aún así, existe una gran necesidad de desarrollar nuevos métodos y materiales que promuevan la reparación del músculo esquelético y la regeneración funcional. En esta revisión, brindamos una descripción general completa sobre la epidemiología de la pérdida de tejido muscular, destacamos las estrategias actuales en el tratamiento clínico y discutimos métodos novedosos para la regeneración muscular y desafíos para su traducción clínica futura.

1. Introducción

El músculo esquelético es uno de los tejidos más abundantes del cuerpo humano. Representa del 40 al 45% de la masa corporal total y es necesaria para generar fuerzas para el movimiento [1]. Hasta cierto umbral, el músculo esquelético tiene la capacidad de regenerar el tejido perdido tras una lesión [2]. Más allá de este umbral, el tejido muscular restante no puede regenerar completamente su función. Esta pérdida de músculo esquelético con deterioro funcional duradero se define como "pérdida de músculo volumétrico" (VML) [3-5]. Puede afectar sustancialmente la calidad de vida de los pacientes al reducir significativamente la funcionalidad del sistema de locomoción [4].

Los motivos frecuentes de las lesiones del músculo esquelético son los accidentes de tráfico de alta energía, los traumatismos por explosión, las lesiones de combate, las situaciones quirúrgicas y ortopédicas (p. Ej., Después del síndrome compartimental o la resección de un tumor) o las lesiones por contusión durante la práctica deportiva que provocan una pérdida aguda de tejido muscular [6, 7]. Aproximadamente el 35-55% de las lesiones deportivas implican daño muscular a nivel de miofibras [8]. Aquellas lesiones que implican un 20% o más de la pérdida muscular de la masa muscular respectiva necesitan procedimientos quirúrgicos reconstructivos [9]. La pérdida progresiva de músculo puede deberse a trastornos metabólicos o enfermedades genéticas hereditarias como la distrofia muscular de Duchenne, la esclerosis lateral amiotrófica y la enfermedad de Charcot-Marie-Tooth pediátrica [10-13]. La atrofia muscular también puede ser consecuencia de lesiones de nervios periféricos, enfermedad renal crónica, diabetes e insuficiencia cardíaca [14, 15]. La pérdida de hasta un 20% de masa muscular puede compensarse con la alta adaptabilidad y el potencial regenerativo del músculo esquelético. Más allá de este umbral, el deterioro funcional es inevitable y puede conducir a una discapacidad grave así como a deformidades cosméticas, por lo que las opciones terapéuticas tienen una demanda urgente para estos pacientes [4, 5, 16, 17].

La regeneración muscular se basa en una población heterogénea de células satélite, células intersticiales y vasos sanguíneos y se controla principalmente a través de proteínas ECM y factores secretados [18, 19]. Normalmente, la masa muscular se mantiene mediante un equilibrio entre la síntesis y la degradación de proteínas [20]. En la mayoría de los casos de VML, la capacidad de regeneración de los músculos esqueléticos se ve impedida, porque los elementos regenerativos necesarios, principalmente las células satélite, las células madre perivasculares y la lámina basal, se eliminan físicamente [21, 22]. A través de la denervación, se activan las vías de degradación de proteínas (las vías proteasomal y autofágica-lisosómica). Por lo tanto, las tasas de degradación de proteínas superan la síntesis de proteínas, lo que contribuye a la atrofia muscular acompañada de una disminución gradual del peso húmedo del músculo y del diámetro de las fibras musculares [23, 24].

La revascularización suele estar alterada. Las siguientes condiciones isquémicas favorecen la proliferación de fibroblastos, la fibrosis y la formación de tejido cicatricial fibrótico, lo que conduce a una mayor degeneración del músculo [25]. La composición y extensión de la ECM en los tejidos cicatriciales afectan muchos aspectos de la miogénesis, la función muscular y la reinervación [26]. Puede restringir gravemente el movimiento y, por lo tanto, agravar las consecuencias de la pérdida de tejido muscular. También en la pérdida crónica de músculo como la distrofia muscular de Duchenne, la fibrosis es un problema importante [27]. En este caso, la degradación constante de las miofibras no puede compensarse por completo mediante la proliferación de células satélite. Los siguientes procesos inflamatorios conducen a una producción alterada de matriz extracelular (MEC) y el consiguiente desarrollo de fibrosis y formación de tejido cicatricial [27-29]. Esta formación de cicatrices puede reducirse mediante la inyección de, por ejemplo, 5-fluorouracilo y bleomicina, que antagoniza la proliferación de fibroblastos y la neoangiogénesis, o mediante la terapia con láser con liberación de la contractura y mejoras funcionales después de 6-12 meses de tratamiento [30, 31]. Además, la regeneración con regresión del tejido cicatricial y la recuperación funcional se puede optimizar con el injerto de grasa [32]. Sin embargo, reducir la formación de cicatrices no es suficiente para promover la reparación y regeneración del tejido muscular. Esto revitaliza los esfuerzos clínicos y de investigación dirigidos a reemplazar o regenerar grandes volúmenes de tejido muscular.

2. Métodos actuales para tratar la pérdida de tejido muscular en la clínica

El estándar actual de atención para la VML se basa típicamente en la intervención quirúrgica con injerto de músculo autólogo y fisioterapia. Otras estrategias utilizadas clínicamente incluyen la acupuntura y la aplicación de andamios.

2.1. Técnicas quirúrgicas

El tratamiento quirúrgico de la VML incluye principalmente el desbridamiento del tejido cicatricial y / o la transposición muscular [33]. La transferencia muscular autóloga se realiza habitualmente en una situación clínica, cuando hay grandes áreas de pérdida muscular después de un traumatismo, resección tumoral o lesión nerviosa, lo que deteriora la función motora insustituible [34, 35]. Los cirujanos injertan músculo sano de un sitio donante no afectado por la lesión para restaurar la función perdida o deteriorada [36]. Cuando no se dispone de músculo adyacente debido a lesiones nerviosas de alto nivel o traumatismo severo, se puede aplicar un autotrasplante de músculo junto con neurorrafia, en forma de transferencia de músculo funcional libre [37, 38]. Los músculos autólogos más populares son el músculo dorsal ancho y el músculo gracilis. Se ha demostrado que la transferencia del músculo latissimus dorsi es segura y eficaz para restaurar la flexión del codo después de una lesión [34]. En el caso de un sarcoma sinovial que afecte a los músculos glúteo medio y mínimo derechos, la función de la abducción de la cadera afectada podría reconstruirse completamente con un trasplante neurovascular libre del músculo dorsal ancho [39]. La transferencia del músculo gracilis libre se utiliza comúnmente para restaurar la flexión del codo después de una lesión del plexo panbraquial [40]. También se aplica para la debilidad muscular después de la parálisis facial o la reconstrucción del suelo pélvico [41, 42]. Aunque los colgajos musculares funcionales pueden conducir a resultados funcionales al menos decentes, causan una morbilidad sustancial en el sitio donante y una inervación inadecuada [43]. Además, hasta el 10% de estas cirugías reconstructivas resultan en un fracaso completo del injerto debido a complicaciones como infecciones y necrosis [44]. A veces, la fuente de músculos autólogos para el injerto es un problema si el paciente está gravemente lesionado.

2.2. Terapia física

El ejercicio tiene la capacidad de prevenir una disminución de la masa del músculo esquelético [45]. Por lo tanto, además de las técnicas quirúrgicas, la fisioterapia es una forma no invasiva / mínimamente invasiva de promover la reparación y regeneración del tejido muscular. Se utiliza especialmente para la rehabilitación después de lesiones y transferencia de tejido muscular, o para tratar la pérdida crónica de masa muscular.

La rehabilitación física tiene como objetivo fortalecer los músculos restantes. Se ha demostrado que esto acelera la curación / regeneración muscular al modular la respuesta inmunitaria, la liberación de factores de crecimiento, promover la vascularización y reducir la formación de cicatrices [46-48]. El rendimiento funcional del músculo lesionado por VML no reparado podría mejorarse significativamente con la rehabilitación física en forma de carrera voluntaria con ruedas [49]. Las intervenciones para mejorar la angiogénesis, incluidos el ejercicio y el masaje, son estrategias potenciales para acelerar la formación de nuevos músculos en injertos de músculo clínicamente trasplantados u otras situaciones quirúrgicas [50]. Se ha informado que el ejercicio físico puede regular al alza la vía de señalización del IGF-1 y disminuir la miostatina en el tejido muscular de animales y humanos, previniendo así la atrofia muscular [51-53].

De hecho, la fisioterapia puede mejorar la reparación y recuperación muscular; sin embargo, no puede facilitar una regeneración muscular sustancial dentro de las áreas defectuosas en la VML. Además, los pacientes con enfermedades o lesiones graves con frecuencia no pueden realizar ejercicio constante, lo que limita la fisioterapia como tratamiento para la VML.

2.3. Acupuntura

La acupuntura es una rama de la medicina tradicional china, que se ha utilizado ampliamente para tratar diversas enfermedades en todo el mundo [54–56]. Se ha demostrado que el tratamiento con acupuntura eléctrica suprime la expresión de miostatina, lo que conduce a la proliferación de células satélite y la reparación del músculo esquelético [57]. La acupuntura más la estimulación eléctrica de baja frecuencia (Acu-LFES) podría mejorar la regeneración muscular y prevenir la pérdida muscular al replicar los beneficios del ejercicio mediante la estimulación de la contracción muscular [58]. Es adecuado para algunos pacientes con enfermedades graves, que no pueden realizar ejercicio con frecuencia. Se demostró que Acu-LFES contrarresta la atrofia del músculo esquelético inducida por la diabetes aumentando el IGF-1 y estimulando así la regeneración muscular [58]. La aplicación de Acu-LFES para el tratamiento de la miopatía diabética y la pérdida muscular inducida por la enfermedad renal crónica mostró una buena mejora funcional del músculo [58, 59]. El mecanismo subyacente incluye la activación de los microfagos M2 y la inversión de los niveles de expresión de ARNm de la ubiquitina ligasa E3 atrogina-1.

Al igual que el ejercicio físico, la acupuntura mejora la restauración de la función muscular y estimula la regeneración muscular, especialmente en pacientes con atrofia muscular después de enfermedades crónicas. Sin embargo, existe un éxito limitado para la regeneración de defectos musculares de gran volumen después de un traumatismo o resección tumoral. Además, es necesario trabajar más para determinar el momento y la intensidad óptimos de Acu-LFES como tratamiento estándar para la atrofia muscular.

2.4. Andamios biológicos

Andamios biológicos compuestas de proteínas de matriz extracelular (MEC) se utilizan comúnmente en medicina regenerativa y en procedimientos quirúrgicos para la reconstrucción y regeneración de tejidos. Los andamios pueden promover la reparación de VML proporcionando un marco estructural y bioquímico [60]. Para cantidades más pequeñas de pérdida de músculo, se han probado varios andamios derivados de tejido en modelos animales y se han trasladado a la clínica para su aplicación quirúrgica [6]. La matriz extracelular xenogénica y el tejido autólogo se han utilizado para restaurar el músculo funcional y simultáneamente generar un nicho biológico para la recuperación [61]. Se ha aplicado un andamio de múltiples capas hecho de MEC derivado de la submucosa intestinal porcina para la reconstrucción del músculo vasto interno en pacientes [16]. El paciente mostró un aumento notable en el rendimiento isocinético 4 meses después de la cirugía y la tomografía computarizada demostró tejido muscular nuevo en el lugar del implante. La matriz submucosa-extracelular del intestino delgado porcino también se ha utilizado para el tratamiento de los defectos de la pared musculoesquelética abdominal, donde se suturó en las esquinas del defecto y se cerró subcuticularmente con una sutura de vicryl [61]. Además, la ECM porcina de la vejiga urinaria se ha implantado en un intento de tratar la VML en seres humanos [60]. Se observó una mejora funcional con la formación de tejido muscular en tres de los cinco pacientes humanos de este estudio.

Sin embargo, el aloinjerto o los armazones xenogénicos aún pueden inducir una respuesta inmunitaria adversa después de la descelularización y podría existir un riesgo potencial de transmisión de enfermedades infecciosas. Por lo tanto, existe una necesidad clínica de desarrollar nuevas estrategias que puedan facilitar la reparación y regeneración segura de tejido muscular más grande.

3. Desarrollo de tecnologías para la ingeniería y regeneración de tejidos musculares

Para abordar los problemas clínicos restantes y explorar estrategias novedosas para la ingeniería y la regeneración de tejidos musculares, se han investigado intensamente nuevas tecnologías. Mientras que los enfoques de bioingeniería de tejidos tienen como objetivo construir estructuras musculares complejas in vitro para la posterior implantación y reemplazo de los músculos faltantes, los enfoques de regeneración de tejidos desarrollan andamios similares a tejidos que pueden implantarse para mejorar la formación de nuevos músculos a partir del tejido restante in vivo [62]. Ambos enfoques se basan principalmente en combinaciones de andamios, células y señalización molecular con diferentes enfoques.

3.1. Estrategias basadas en andamios

Los biomateriales pueden proporcionar señales químicas y físicas a las células trasplantadas o las células musculares del huésped para mejorar su supervivencia, promover su maduración funcional, protegerlas de las respuestas de cuerpos extraños y reclutar células del huésped y regenerar los tejidos musculares [63]. Los andamios biológicos se utilizan en una variedad de aplicaciones de ingeniería de tejidos clínicos y se han estudiado en modelos preclínicos de lesiones de VML del músculo esquelético con frecuencia durante la última década. Están hechos principalmente de polímeros naturales, polímeros sintéticos o ECM e intentan crear un nicho de microambiente para controlar favorablemente el comportamiento de las células residentes.

Polímeros naturales como el alginato, el colágeno y la fibrina se han utilizado ampliamente en la ingeniería del músculo esquelético [64-66]. Poseen señales de señalización bioactivas intrínsecas para mejorar el comportamiento celular [67-69]. Se encontró que los geles de alginato con una rigidez de 13-45 kPa maximizan la proliferación y diferenciación de mioblastos [70]. Los armazones de colágeno liofilizados facilitaron la integración de miotubos alineados en un gran defecto muscular, que eran capaces de producir fuerza tras la estimulación eléctrica [71]. El colágeno también podría suministrar los factores de crecimiento necesarios al sitio de la herida para aumentar la migración de las células musculares [72, 73]. Se informó que los geles de fibrina promueven la supervivencia de los mioblastos y la diferenciación en miofibras cuando se integran en los tejidos [74]. También se demostró que los armazones de fibrina con arquitectura de microhilos favorecen la curación de VML en modelos de ratón [75].

Como el polímero natural solo ofrece una rigidez mecánica limitada y puede degradarse fácilmente, una variedad de materiales sintéticos se han utilizado para la regeneración del músculo esquelético como PGA, PLA y PLGA [66, 76-78]. Los mioblastos sembrados en mallas electrohiladas con orientación alineada de nanofibras pueden fusionarse en miotubos altamente alineados [78]. Además, los andamios sintéticos pueden diseñarse fácilmente para facilitar la liberación controlada de factores de crecimiento para inducir la regeneración muscular [75, 79]. Las principales desventajas incluyen una afinidad celular típicamente más pobre en comparación con los polímeros naturales y el riesgo de estimulación de una respuesta de cuerpo extraño por el polímero o sus productos de degradación [79].

Para mejorar la regeneración de los tejidos musculares, el microambiente in vivo de los andamios idealmente imitaría los tejidos nativos y, por lo tanto, facilitaría la remodelación del neotejido [80]. Un enfoque atractivo para la reparación de VML es, por tanto, el trasplante de un andamio descelularizado mioinductivo que atrae las células necesarias para la miogénesis del huésped. Es por eso que los derivados de los músculos Andamios ECM son investigados popularmente. Estos andamios de ECM pueden rellenar el defecto y restaurar la morfología temporalmente [17]. Además, pueden rellenarse con células madre mesenquimales (MSC) derivadas de la médula ósea después de la implantación. Esta matriz enriquecida gana más vasos sanguíneos y regenera más miofibras que la matriz extracelular “convencional” [17, 81]. De hecho, se ha demostrado que los hidrogeles derivados de la matriz del músculo esquelético descelularizado mejoran la proliferación de mioblastos esqueléticos cuando se inyectan en una extremidad de rata isquémica [82]. Un método alternativo podría ser utilizar tejido de músculo esquelético picado que no haya sido descelularizado, que se ha informado que muestra una mejor regeneración muscular que los andamios desvitalizados [83]. Comparable a la matriz derivada del músculo, la matriz submucosa-extracelular del intestino delgado puede dar lugar a láminas contráctiles de músculo esquelético con una fuerza contráctil comparable [61]. Para la ingeniería de tejido muscular in vitro, los mioblastos de rata también se acondicionaron previamente en una matriz acelular de vejiga porcina en un biorreactor y luego se implantaron en ratones desnudos en un defecto muscular para restaurar el tejido muscular [80].

Otro obstáculo en la regeneración muscular es la unión musculotendinosa. Esto se puede restaurar en parte en ausencia de células implantadas mediante plataformas basadas en matrices extracelulares que se ha demostrado que resisten la mitad de la fuerza del sitio contralateral después de la resección completa en un modelo de mamífero [80]. Las células musculares recién formadas han mostrado una mejor adherencia a los andamios porosos basados ​​en poliuretano 3D con una rigidez baja y valores de rugosidad mayores [84].

3.2. Estrategias basadas en células

La regeneración de las fibras musculares es realizada por las células y, en consecuencia, se han seguido estrategias de regeneración basadas en células [83, 85]. Los tipos de células utilizados para tratar la pérdida de músculo incluyen principalmente mioblastos, células satélite (SC), mesoangioblastos, pericitos y células madre mesenquimales (MSC) [86-88]. La célula madre muscular mejor caracterizada es la célula satélite (SC). Los CS pueden contribuir en gran medida a la formación de nuevas fibras musculares [86, 89]. Los SC trasplantados en ratones mdx deficientes en distrofina produjeron una regeneración altamente eficaz del músculo distrófico y una mejor función contráctil del músculo [90]. Desafortunadamente, la expansión in vitro de SC da como resultado una reducción significativa de su capacidad para producir miofibras in vivo [91] y, en consecuencia, no es práctico obtener un número suficientemente grande de SC frescas para aplicación clínica [92]. Los mioblastos se han utilizado para reconstruir defectos del tejido muscular con una variedad de armazones [87, 93, 94]. Se demostró que se integran funcionalmente en la musculatura existente del anfitrión. La inyección de un mayor número de mioblastos en los músculos mostró resultados prometedores para el tratamiento de modelos deficientes en distrofina [95]. Además, las CMM podrían estar implicadas en la formación de miotubos a través de la fusión de células heterotípicas tras la activación de genes miogénicos [88]. Se han estudiado mesoangioblastos y pericitos para el tratamiento de la distrofia muscular, lo que resultó en un aumento de la fuerza [96]. También se han utilizado en vehículos de hidrogel de ingeniería tisular, y se ha informado de algunos éxitos para promover la regeneración muscular [97].

Las terapias basadas en células madre brindan notables beneficios terapéuticos para revertir la atrofia muscular y promover la regeneración muscular. La terapia con células madre (p. Ej., Trasplante de células madre de sangre de cordón umbilical) mostró resultados positivos para el tratamiento de la distrofia muscular de Duchenne [98]. Después de la aplicación de células madre, se encontró un aumento de fibras musculares positivas para distrofina. Las biopsias de músculo de la pantorrilla mostraron células de mioblastos en crecimiento y tubos musculares y se informó una mejoría en brazos y piernas durante el examen físico.

3.3. Estrategias basadas en señalización molecular

Además de las señales de la ECM, también una diversidad de factores de crecimiento estimulantes e inhibidores como IGF-1 y TGF-ß1 pueden impulsar la regeneración del músculo esquelético endógeno activando y / o reclutando células madre del huésped [22]. Se pueden cargar en andamios para una entrega controlada a las áreas lesionadas [72, 99]. Se demostró que la administración sostenida de VEGF, IGF-1 o SDF-1a mejora la miogénesis y promueve la angiogénesis y la formación de músculo [73, 100-102]. La liberación rápida de factor de crecimiento de hepatocitos (HGF) cargado en andamios de microhilos de fibrina promovió la remodelación del tejido muscular funcional y mejoró la regeneración del músculo esquelético en modelos de ratón [75]. La terapia combinada de h-ADSC e hidrogeles de bFGF dio como resultado la recuperación funcional, la revascularización y la reinervación de los músculos lacerados con mínima fibrosis [103]. Además, se informó que el péptido PEDF promueve la regeneración de los músculos esqueléticos [104].

La investigación sobre la patogenia de la sarcopenia como una de las enfermedades musculares más frecuentes ha esclarecido diferentes vías moleculares. Los objetivos más prometedores incluyen BMP y miostatina [105]. De hecho, la medicación con BMP-2/7 recombinante humana y antimiostatina puede ayudar a reducir los síntomas sarcopénicos [106]. La caquexia se trata con anamorelina, un agonista de la grelina y un modulador selectivo del receptor de andrógenos, así como con anticitocinas / mioquinas [107]. Otro factor involucrado en la curación muscular parece ser el TGF-β. TGF aumentadoβ1, que pudieron detectarse tras el uso de antiinflamatorios no esteroideos, ayudaron a regenerar el tejido muscular [108-110].

La atrofia muscular espinal surge de mutaciones en el gen de la neurona motora de supervivencia 1 (SMN1), que a menudo conduce a la deficiencia de la proteína SMN ubicua [111]. Por tanto, una de las estrategias más prometedoras es aumentar los niveles de SMN de longitud completa [112]. Nusinersen es un fármaco oligonucleotídico antisentido desarrollado para el tratamiento de la atrofia muscular espinal (AME), que ha sido aprobado por la Administración de Drogas y Alimentos de los Estados Unidos (FDA) y la Agencia Europea de Medicamentos (EMA) [113]. Puede modular el empalme de pre-ARNm del gen de la neurona motora de supervivencia 2 y mostró una mejora significativa de la función muscular después del tratamiento. Los ensayos clínicos en lactantes mostraron mejoras medias significativas en los hitos motores del desarrollo, incluidos sentarse, caminar y la función motora [114].

3.4. Otras técnicas de desarrollo

El efecto del estrés por calor sobre la regeneración del músculo esquelético se investigó en ratas experimentales [115]. Los resultados mostraron que la aplicación de compresas térmicas inmediatamente después de la lesión por aplastamiento aceleró el proceso de degeneración en el sitio lesionado, facilitó la migración de macrófagos, la proliferación y diferenciación de células satélite y promovió la regeneración del tejido muscular.

La terapia con láser de bajo nivel (LLLT) también se ha evaluado como un enfoque terapéutico para estimular la reparación y recuperación muscular después del entrenamiento con ejercicios de resistencia en ratas [116]. Otros resultados del modelo de rata sugieren que también podría ser una opción para reducir la fibrosis y la mionecrosis desencadenada por la bupivacaína y acelerar el proceso de regeneración muscular [117]. Como posibles mecanismos, se discuten la disminución de la inflamación y los niveles de creatina quinasa muscular. La combinación de LLLT con plasma rico en plaquetas (PRP) produjo mejores resultados para promover la regeneración muscular después de las lesiones en comparación con el uso aislado de LLLT o PRP [118].

Se evaluó el efecto de la estimulación eléctrica neuromuscular (NMES) sobre la regeneración del músculo esquelético en sujetos sanos. Aumentó la proliferación de células precursoras miogénicas (MPC) y su fusión con miofibras maduras, lo que mejoró la capacidad regenerativa del músculo esquelético [119]. El efecto en modelos con lesión muscular o VML debe investigarse más a fondo.

4. Desafíos y perspectivas futuras

4.1. Propiedades mecánicas de los biomateriales

Los biomateriales para la ingeniería y la regeneración de tejidos musculares deben persistir el tiempo suficiente para apoyar la regeneración muscular funcional organizada y podrían degradarse gradualmente junto con la formación de nuevos tejidos. Los andamios creados con polímeros naturales suelen estar asociados con una rigidez mecánica deficiente y una degradabilidad rápida, cuando no están reticulados químicamente [120]. Los polímeros sintéticos proporcionan una alternativa artificial con propiedades mecánicas flexibles [121, 122]. Sin embargo, el uso de andamios sintéticos puede estar asociado con efectos secundarios como la inhibición de la migración celular y la comunicación de célula a célula [123].

Un desafío para el futuro cercano será unir las ventajosas propiedades de los polímeros naturales y artificiales. El diseño de andamios que combinen la interacción celular favorable con la resistencia mecánica facilitará la implantación, brindará soporte directo al tejido y permitirá la remodelación y, por lo tanto, la regeneración del tejido dañado. Idealmente, estos materiales se pueden usar en combinación con la tecnología de impresión 3D para adaptar el andamio en función de la pérdida individual de músculo.

Las propiedades mecánicas y superficiales del andamio pueden modificarse adicionalmente para afectar el comportamiento celular en términos de adhesión, proliferación, migración y diferenciación [124]. Si las células madre se siembran en dichos andamios, por lo tanto, pueden guiarse para diferenciarse en diferentes tipos de células en función de las propiedades del andamio [125, 126]. Además, los productos de degradación de un andamio de ECM podrían contribuir al reclutamiento de células huésped para la remodelación tisular por quimioatracción [127]. Por lo tanto, una mejor comprensión de la interacción célula-andamio y el desarrollo de un andamio portador que estimula el entorno de nicho para los procesos de remodelación en curso son objetivos adicionales para el desarrollo futuro en esta área.

4.2. Vascularización en el proceso de regeneración

Para la ingeniería de construcciones musculares in vitro, una de las principales limitaciones es la falta de vascularización [128]. Se ha demostrado que los mioblastos deben estar dentro de 150 μm de la ruta de suministro de oxígeno y nutrientes (típicamente vasos) para sobrevivir, proliferar y diferenciarse [129]. Esto limita el tamaño de los constructos sin una red vascular funcional. Una vascularización insuficiente puede conducir a deficiencias de nutrientes e hipoxia más profunda en los andamios, lo que da como resultado una diferenciación e integración celular no uniforme y, por lo tanto, una disminución de la funcionalidad del tejido [130].

También para la regeneración de tejido muscular in vivo facilitada por construcciones de tejido muscular de bioingeniería, la ausencia de suministro de sangre inmediato es una de las principales razones del fracaso [131]. La revascularización completa de los armazones mediante el crecimiento interno de los vasos del lecho en el injerto puede tardar hasta 3 semanas, lo que limita significativamente la capacidad para obtener una regeneración de tejido libre de cicatrices [132]. Una incapacidad de vascularización rápida da como resultado inevitablemente la muerte celular y, en el peor de los casos, la pérdida del tejido [133].

Para resolver este problema, son concebibles diferentes enfoques para mejorar la vascularización: una forma es la administración de factores de crecimiento como el bFGF, que puede acelerar la neoangiogénesis en las primeras etapas de la curación [134]. Otra posibilidad es un cocultivo con células endoteliales [135]. Además, se espera que la integración de redes vasculares en el andamio de bioingeniería mediante métodos de microfluidos o bioimpresión proporcione soluciones en un futuro próximo [128, 136-138]. Quizás la combinación de varios enfoques eventualmente resolverá el déficit de vascularización actual de los tejidos diseñados.

4.3. Inervación de músculos regenerados

Un paso crítico para la regeneración del tejido muscular funcional después de las lesiones de VML es lograr la inervación de novo de las miofibras regeneradas (por ejemplo, el restablecimiento de las uniones neuromusculares, NMJ); de lo contrario, el músculo regenerado se volverá atrófico [139]. En todos los casos de autotrasplante de músculo, la fuerza desarrollada tras la estimulación nerviosa o directa es más débil de lo normal [140]. Esto se debe en parte al aumento del tejido conectivo y al fracaso de la regeneración de algunos músculos. Otro factor crítico es la mala reinervación en los sitios de los NMJ originales, que influye en la producción de fuerza [24]. No está claro hasta qué punto se puede restaurar la inervación de los músculos regenerados. Para reconstruir los NHJ en las fibras musculares recién regeneradas, es necesario regenerar los nervios y formar nuevas placas terminales motoras. Las placas motoras no sólo confieren control funcional sobre los músculos recién regenerados, sino que también influyen en el tipo, la alineación y el tamaño de las fibras musculares [141]. Hasta ahora, los estudios sobre la reinervación de los músculos esqueléticos se han limitado al cocultivo in vitro de células musculares y neuronas [142, 143]. Esos resultados mostraron una mejor fuerza contráctil en las construcciones de nervio-músculo y luego en las construcciones de solo músculo. Sin embargo, el restablecimiento completo de nuevos nervios y placas terminales motoras dentro de nuevos músculos ha resultado difícil, lo que debe investigarse más a fondo.

4.4. Problemas del sistema inmunológico con andamios y células

La matriz derivada de aloinjertos y xenoinjertos a menudo se rechaza debido a las respuestas inmunitarias del huésped que surgen de los antígenos presentes en el tejido del donante (p. Ej., Epítopo Gal, ADN y moléculas de patrón molecular asociadas al daño) [127, 144, 145]. Por lo general, se procesan mediante descelularización y / o reticulación química para eliminar o cubrir moléculas antigénicas [146]. Las técnicas específicas de descelularización parecen aliviar algunos de estos problemas para la MEC [147, 148]. Sin embargo, el ADN remanente dentro de los andamios biológicos después de la descelularización aún puede inducir reacciones inflamatorias después de la implantación [149]. La respuesta inmune del huésped a los armazones biológicos difiere entre las fuentes de las materias primas de las que se recolecta la ECM, los pasos de procesamiento y la aplicación clínica prevista [127]. Se demostró que la respuesta celular al SIS porcino reticulado con carbodiimida estaba predominante por una respuesta de tipo neutrofílico, mientras que se observó una respuesta de cuerpo extraño asociada con células gigantes multinucleadas en el sitio quirúrgico implantado con dermis humana y dermis porcina. La respuesta del tejido del huésped al SIS porcino mostró una formación organizada de tejido conectivo y proliferación de células musculares, mientras que la respuesta del tejido a la dermis humana estuvo predominante por una inflamación crónica persistente de bajo grado con formación de tejido conectivo fibroso, que podría formar un entorno adverso para la regeneración del tejido muscular [ 150]. Por lo tanto, la reacción inmune del huésped a los biomateriales es un desafío que debe superarse diseñando materiales que no provoquen tales efectos o modulando la respuesta inmune adversa.

También para los biomateriales poliméricos, la compatibilidad inmunológica sigue siendo un problema y la biocompatibilidad limitada a veces causa morbilidad local e inflamación crónica [108]. Una razón podría ser que los biomateriales poliméricos atraen células gigantes multinucleadas para su desintegración [151].

El hecho de que la activación inmunitaria dé como resultado la regeneración de tejidos o la cicatrización depende también de la disponibilidad de un grupo de células madre o progenitoras [152]. La fuente celular parece ser importante con menos inmunogenicidad en células madre embrionarias y adultas [153]. En consecuencia, se preferirían las células aisladas de la sangre del cordón y las células madre autólogas para la aplicación clínica en tales materiales. Las células madre pluripotentes inducidas (iPSC) tienen una amplia gama de aplicaciones posibles, ya que su producción es relativamente sencilla y pueden diferenciarse en casi todos los tipos de células. Podrían superar la inmunogenicidad y las preocupaciones éticas. Sin embargo, las preocupaciones de seguridad para el uso de iPSC en pacientes actualmente dan como resultado barreras reguladoras muy altas que inhibirán la traducción clínica en el futuro previsible [154]. Las interacciones entre las células inmunes y las células residentes son importantes en la regeneración del músculo esquelético. Se ha demostrado que los macrófagos, los eosinófilos y las células T reguladoras activan las células satélite, que contribuyen a la formación de miofibras después de una lesión [155-157]. Un conocimiento profundo de las reacciones inmunes tanto a los andamios biológicos como a las células trasplantadas puede proporcionar pistas sobre las vías terapéuticas para promover la regeneración del tejido muscular. El estudio de la inmunomodulación mediante andamios, materiales y células en combinación con una señalización sutil podría proporcionar nuevas estrategias para mejorar la regeneración del tejido muscular a través de la respuesta celular guiada.

5. Conclusión

La lesión o pérdida del músculo esquelético ocurre en muchas situaciones clínicas. Las técnicas quirúrgicas están muy desarrolladas y pueden proporcionar buenos resultados para reconstruir la función muscular, si todo va bien. La cirugía siempre está asociada con riesgos considerables y altos costos e incluso si tiene éxito, generalmente se cambia una mejor función en un lugar por una función deteriorada en otro lugar que es menos importante para el paciente. La investigación en ingeniería de tejidos y terapia celular regenerativa puede superar estos problemas. Las soluciones de ingeniería de tejidos deberán combinar andamios biomiméticos que guíen el crecimiento del tejido muscular con factores de crecimiento, rutas de suministro integradas y células relevantes. Estas células tendrán que mejorar directamente la cantidad de células miogénicas locales en los músculos lesionados o atróficos, lo que puede esperarse que promueva la regeneración muscular. Estas soluciones creativas deberán basarse en un conocimiento profundo del proceso de regeneración necesario para la regeneración muscular funcional (respuesta celular a los andamios, vascularización, miogénesis e inervación), lo que requerirá más estudios.

Conflictos de interés

Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

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Derechos de autor

Copyright & # xa9 2018 Juan Liu et al. Este es un artículo de acceso abierto distribuido bajo la licencia de atribución de Creative Commons, que permite el uso, distribución y reproducción sin restricciones en cualquier medio, siempre que el trabajo original se cite correctamente.


Biología de sistemas del músculo esquelético: el tipo de fibra como principio organizador

La generación y contracción de la fuerza del músculo esquelético son fundamentales para innumerables aspectos de la vida humana. La complejidad de la fisiología del músculo esquelético se simplifica mediante la clasificación del tipo de fibra donde se observan diferencias desde la transmisión neuromuscular hasta la liberación de Ca (2+) intracelular del retículo sarcoplásmico y el reclutamiento y el ciclo de puentes cruzados resultantes. Esta revisión utiliza la clasificación del tipo de fibra como un principio organizador y simplificador para explorar las complejas interacciones entre las principales proteínas involucradas en la generación y contracción de la fuerza muscular.

Copyright © 2012 Wiley Periodicals, Inc.

Cifras

Cuatro tipos de unidades de motor: lento (tipo S), resistente a la fatiga de contracción rápida (tipo FR),…

La generación de fuerza muscular depende de ...

La generación de fuerza muscular depende de la longitud de la fibra muscular. Detrás de la relación fuerza-longitud de ...

Durante la activación de las fibras musculares, Ca ...

Durante la activación de las fibras musculares, el Ca 2+ liberado del retículo sarcoplásmico se une a ...


Materiales y métodos

Animales

Se han descrito previamente ratones transgénicos FVB que portan un ADNc de mIGF-1 de rata impulsado por elementos reguladores específicos del músculo esquelético del locus MLC-1/3 de rata (Musarò et al., 2001). La expresión del transgén MLC / mIGF-1 en estos ratones se restringe al músculo esquelético y se eleva en los músculos enriquecidos en fibras rápidas, como los músculos anterior y posterior del gracilis. La expresión transgénica se reduce en músculos lentos como el sóleo, donde el casete regulador de MLC se expresa a niveles muy bajos. Se utilizaron cinco ratones de tres meses en cada una de las cuatro categorías: WT, MLC / mIGF-1, WT-EX y ejercieron MLC / mIGF-1 (IGF-EX).

Ejercicio

Se ejercitaron ratones WT y transgénicos para investigar la hipertrofia del músculo esquelético (norte = 5 en cada grupo) (Allen et al., 2001). Se ejercitaron dos ratones machos simultáneamente en un S.A.M. Jaula Palace Kit ™ equipada con una rueda adicional. La distancia y el tiempo de ejercicio sobre las ruedas se midieron con una computadora para bicicleta Sigma Sport BC 600 y un imán pegado a la periferia de cada rueda. Los ratones ejercitados tenían libre acceso a las ruedas, la comida y el agua. El peso de los ratones WT-EX disminuyó transitoriamente 2-3 g varios días después del comienzo del ejercicio (datos no publicados), presumiblemente debido a la pérdida de grasa antes de la hipertrofia muscular. Después de 4 semanas, se sacrificaron los controles con ejercicio o sedentarios emparejados por edad y sexo y los músculos se procesaron para histología, inmunohistoquímica, expresión de ARN y análisis de proteínas mediante Western blot e inmunohistoquímica.

Tinción de AChE

Los patrones de inervación del músculo gracilis del ratón se investigaron como se describió anteriormente (Schwarzacher, 1957). Se diseccionaron los músculos gracilis anterior y gracilis posterior de ratón y se almacenaron en una solución de paraformaldehído al 1%. Los músculos se lavaron tres veces en PBS y se permeabilizaron sumergiéndolos en una solución de Triton / PBS al 0,2% seguido de tres lavados en PBS. Las uniones neuromusculares y mio-myonales se tiñeron incubando en solución de tinción de AChE durante hasta 1 h (Karnovsky y Roots, 1964), se enjuagaron en PBS y se fotografiaron con un microscopio Leica Wild M10. Las criosecciones longitudinales de 8 μm del músculo anterior del gracilis fijo también se tiñeron para AChE y las uniones neuromusculares y mio-mónicas se fotografiaron utilizando un microscopio Nikon Optiphot-2.

Número de fibras musculares y área promedio

La hipertrofia del músculo esquelético se investigó en el músculo gracilis posterior (sin fibras que terminan intrafascicularmente), en el músculo anterior del gracilis (que contiene fibras en la terminación intrafascicular) y en el músculo sóleo de ratones WT, IGF, WT-EX e IGF-EX. Se incrustaron cinco músculos de cada tipo en medio de congelación de tejido TBS y se congelaron instantáneamente en isopentano enfriado con nitrógeno líquido. Se cortaron secciones transversales de 8 µm a través de la mitad del músculo. Las secciones se tiñeron con la modificación Fast Green de la tinción de Van Gieson (Clark, 1981), dando como resultado fibras musculares verdes y núcleos negros. Las secciones se fotografiaron en un microscopio Nikon Optiphot-2 y todas las fibras musculares se contaron en sección transversal. El área total de la sección transversal del músculo se calculó pesando un recorte de papel de la silueta del músculo y ajustando el área de acuerdo con el peso conocido de papel de 1 mm 2. A continuación, se calculó el área promedio de las fibras musculares individuales dividiendo el área muscular por el número de fibras.

Se contó el número total de fibras musculares con núcleos centralizados en estas secciones transversales de cada músculo.

Análisis de tipo de fibra

Se investigaron los cambios de isoformas de la cadena pesada de miosina en los músculos anterior y posterior del gracilis en ratones WT, IGF, WT-EX e IGF-EX. Se cortaron secciones transversales de 8 μm a través del centro de cada músculo y se bloquearon en suero de cabra al 10% durante 15 min. Las secciones se incubaron con anticuerpo anti-MyHC I (American Type Culture Collection A4.951 dilución 1:10 en PBS / 1% BSA) o con anticuerpo anti-MyHC IIB (American Type Culture Collection BF-F3 con dilución 1:10 en PBS / 1% BSA), se lavó tres veces en PBS y se incubó en un anticuerpo secundario (IgG anti-ratón de cabra conjugado con peroxidasa de Jackson ImmunoResearch Laboratory 115-035-164, o IgM anti-ratón de cabra conjugado con peroxidasa 115-035-075, ambos 1: 500 en PBS / 1% BSA). La peroxidasa se visualizó con tabletas Sigma-Aldrich FAST 3,3′-diaminobencidine, D-4168. Se contaron las fibras con cada fenotipo y se calculó el número de MyHC IIA / IIX por sustracción del número total de fibras musculares.

Digestión ácida de fibras musculares.

Se contó el número total de fibras en tres músculos anteriores WT e IGF-1 gracilis mediante digestión ácida. Los músculos se disecaron, se fijaron durante 1 h en paraformaldehído al 4% y se almacenaron en glicerol al 80% durante al menos 1 semana. Luego, los músculos se enjuagaron brevemente en PBS y se colocaron en HCl 8 N a 60 ° C durante hasta 1 h hasta que las fibras individuales comenzaron a separarse. Se eliminó el HCl y se colocaron los músculos en PBS. A continuación, se pudo contar el número total de fibras musculares despegando las fibras individuales con un microscopio de disección.

Preparación de ARN y transferencia Northern

El ARN total se obtuvo de los músculos del muslo de músculos transgénicos WT y MLC / mIgf-1 ejercitados y no ejercitados mediante extracción de ARN-TRIZOL (GIBCO-BRL). El ARN total (2 μg) se fraccionó mediante electroforesis en geles de agarosa al 1,3%, se transfirió a la membrana GeneScreen Plus durante la noche y se hibridó con sondas de ADNc de longitud completa, incluido el Exón-1 (forma localizada específica del músculo) del gen IGF-1 de rata. Se marcaron 25 ng de sonda con isótopo P32 usando el sistema de marcaje de ADN Megaprime RPN1604 de Amersham Pharmacia Biotech.

Análisis de proteínas por Western blot

Se extrajo proteína de los músculos gracilis anterior y gracilis posterior de los músculos WT, IGF, WT-EX e IGF-EX. Los músculos se congelaron directamente en nitrógeno líquido, se maceraron y se colocaron en tampón RIPA (Tris 25 mM, pH 8,2, NaCl 50 mM, desoxicolato de sodio al 0,5%, SDS al 0,1%, azida de sodio al 0,1%, NP-40 al 0,5%) con 5 % cóctel inhibidor de proteasa (Sigma-Aldrich P 2714). Se añadieron 30 µg de proteína total a un volumen igual de tampón de muestra SDS reductor 2x, se hirvió y se separó en un gel SDS-PAGE al 9%. Las proteínas se transfirieron a la membrana Immobilon PVDF usando el sistema de transferencia semiseco de Bio-Rad Laboratories a 100 mA durante 1 h. La membrana se bloqueó en MTTBS (TBS, Triton al 0,1%, leche en polvo descremada al 5%) durante 1 h, seguido de incubación en el anticuerpo primario (anti-GATA-2 monoclonal de ratón, Santa Cruz Biotechnology, Inc. CG2-96, dilución 1: 500 en MTTBS). La membrana se lavó tres veces en MTTBS y se incubó en anticuerpo secundario (IgG de cabra anti-ratón conjugada con peroxidasa de Jackson ImmunoResearch Laboratory 115-035-164, dilución 1: 10.000 en MTTBS). La proteína conjugada con HRP se detectó usando quimioluminiscencia de acuerdo con el protocolo del fabricante (Renaissance NEN Life Science Products) y se visualizó en una película Kodak Biomax ML.

Análisis de proteínas

Los patrones de expresión de GATA-2, miosina neonatal y antígeno nuclear de células proliferantes (PCNA) se investigaron en secciones congeladas longitudinales de 8 μm de los músculos anterior y posterior de WT, IGF, WT-EX e IGF-EX gracilis con inmunohistoquímica. El procedimiento fue idéntico al descrito anteriormente. Los anticuerpos primarios utilizados fueron anti-GATA-2 (Santa Cruz Biotechnology, Inc. CG2-96, dilución 1: 100) en PBS / BSA (PBS con albúmina de suero bovino al 1%), miosina antineonatal (obsequio de Schiaffino, dilución 1: 100). ) y PCNA (Santa Cruz Biotechnology, Inc. PC10, dilución 1: 100). Los anticuerpos se detectaron con IgG-Cy3 anti-ratón, Amersham Pharmacia Biotech PA43002, utilizado a una dilución de 1: 1.000, lo que dio como resultado una fluorescencia roja. Las secciones se cosen con tinte Hoechst 33258 (fluorescencia azul) y el método de acetiltiocolinesterasa descrito anteriormente. Para una presentación más clara, el filtro azul se procesó en una imagen verde usando Adobe Photoshop® 5.


Desglose de las fibras del músculo esquelético, los nervios y los vasos sanguíneos en ratas que vuelan por el espacio

A quién debe dirigirse la correspondencia, en: Departamento de Anatomía y Biología Celular, Medical College of Wisconsin, 8701 Watertown Plank Road, Milwaukee, WI 53226, EE. UU.

Instituto de Problemas Biomédicos, Ministerio de Salud de la URSS, Moscú, URSS

Departamento de Química, Universidad Estatal de San José, San José, California, 95192 EE. UU.

Departamento de Anatomía y Biología Celular, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, Wisconsin, 53226 EE. UU.

Departamento de Anatomía y Biología Celular, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, Wisconsin, 53226 EE. UU.

Departamento de Anatomía y Biología Celular, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, Wisconsin, 53226 EE. UU.

Departamento de Anatomía y Biología Celular, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, Wisconsin, 53226 EE. UU.

A quién debe dirigirse la correspondencia, en: Departamento de Anatomía y Biología Celular, Medical College of Wisconsin, 8701 Watertown Plank Road, Milwaukee, WI 53226, EE. UU.

Instituto de Problemas Biomédicos, Ministerio de Salud de la URSS, Moscú, URSS

Departamento de Química, Universidad Estatal de San José, San José, California, 95192 EE. UU.

Departamento de Anatomía y Biología Celular, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, Wisconsin, 53226 EE. UU.

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Abstracto

Se realizaron análisis histoquímicos y ultraestructurales después del vuelo en los músculos esqueléticos de las extremidades traseras de ratas en órbita durante 12,5 días a bordo del biosatélite no tripulado Cosmos 1887 y regresaron a la Tierra 2 días antes del sacrificio. Los músculos aductor largo antigravedad (AL), sóleo y plantar se atrofiaron más que el extensor largo de los dedos que no soporta peso, y las fibras musculares lentas fueron más atróficas que las fibras rápidas. La necrosis segmentaria de las fibras musculares se produjo de forma selectiva en los músculos AL y sóleo principalmente, macrófagos y neutrófilos infiltraron y fagocitaron restos celulares. Los mastocitos ricos en gránulos disminuyeron en los músculos AL en vuelo en comparación con los controles, lo que indica que la secreción de mastocitos contribuyó al edema del tejido intersticial. El aumento de la ubiquitinación de las miofibrillas alteradas implicó a la ubiquitina en la degradación de los miofilamentos. El contenido mitocondrial y la actividad succínica deshidrogenasa fueron normales, excepto por disminuciones subarcolémicas. La actividad de la ATPasa miofibrilar de las fibras musculares AL de vuelo se desplazó hacia el tipo rápido. La ausencia de capilares y la extravasación de glóbulos rojos indicaron una falla en la microcirculación. Se detectó la regeneración de fibras musculares a partir de células satélite activadas. Aproximadamente el 17% de las placas terminales de vuelo AL exhibieron denervación total o parcial. Por lo tanto, la debilidad del músculo esquelético asociada con el vuelo espacial puede ser el resultado de la atrofia de las fibras musculares y la necrosis segmentaria, la denervación motora parcial y la interrupción de la microcirculación. R iley, DA I lyina -K akueva, EI E llis, S. B ain, JLW S locum, GR y S edlak, FR Rotura de fibras, nervios y vasos sanguíneos del músculo esquelético en ratas que vuelan por el espacio. FASEB J 4: 84-91 1990.


Fibras del músculo esquelético

/> Un enfoque de nuestro laboratorio es comprender los mecanismos detrás de cómo las células del músculo esquelético se diferencian en un tipo específico de fibra muscular, ya sea contracción rápida o contracción lenta. Estamos utilizando modelos de pez cebra y ratón para estudiar las funciones de nuevos factores, como los factores de transcripción del homeodominio Pbx, y cómo controlan el desarrollo del tipo de fibra muscular.

Ciertas distrofias musculares afectan preferentemente a las fibras musculares de contracción rápida o lenta. En modelos humanos y de ratón de distrofia muscular de Duchenne (DMD), las fibras musculares rápidas son más susceptibles al daño que las fibras lentas. No está claro cómo la identidad del tipo de fibra confiere susceptibilidad o resistencia a la distrofia muscular. Un objetivo de este proyecto es probar una hipótesis fundamental: que los factores que promueven la diferenciación muscular lenta mejorarán los efectos de la DMD. Estudios recientes, incluido el trabajo de nuestro laboratorio, ahora crean una oportunidad para probar directamente si la modulación de tipo de fibra es un enfoque terapéutico viable para las distrofias musculares. Aprovechamos los modelos de pez cebra para abordar si los factores que regulan la diferenciación del tipo de fibra mejoran o suprimen al pez cebra dmd fenotipo de degeneración muscular. Nuestro enfoque es manipular reguladores de tipo de fibra que funcionan al principio del desarrollo en dmd embriones de pez cebra. También estamos trabajando para identificar nuevos factores epigenéticos que regulen el tipo de fibra muscular. Estamos examinando sustancias químicas epigenéticas para determinar su capacidad para mejorar o suprimir el pez cebra. dmd fenotipo. Esperamos que este proyecto identifique reguladores genéticos y epigenéticos de identidades de tipo de fibra muscular que confieren susceptibilidad o resistencia a la distrofia muscular. Este proyecto está dirigido al objetivo final de manipular el tipo de fibra del músculo esquelético como tratamiento para la distrofia muscular.


RESULTADOS

Datos fetales

Tanto M. vasto lateral y M. vasto medial los pesos mostraron un aumento muy significativo con el aumento de la edad gestacional (PAG ≤ 0,001) y ambos músculos fueron significativamente más grandes en los animales con DM en relación con NM (54% para VL, 30% para VM PAG ≤ 0,001 Tabla 1).

Dias Vasto lateralis Vasto medial
Nuevo Méjico DM Nuevo Méjico DM Proporción de sexos (M: F)
peso (g) SEM peso (g) SEM peso (g) SEM peso (g) SEM Nuevo Méjico DM
120 2.7 0.1 3.48a a PAG ≤ 0.001.
0.1 0.9 0.1 1.3b b PAG ≤ 0.01.
0.1 1:4 2:3
160 14.5 0.5 19,8a a PAG ≤ 0.001.
0.6 4.8 0.4 5.9c c PAG ≤ 0.05.
0.4 2:3 3:2
210 47.7 1.5 66.4a a PAG ≤ 0.001.
2.6 17.1 1.2 23.2d d No significativo.
2.2 3:2 1:2
260 123.6 4.1 177,9a a PAG ≤ 0.001.
7.7 33.3 2.6 61.2a a PAG ≤ 0.001.
6.2 3:2 1:2
  • * Los valores son medias de mínimos cuadrados, ajustados dentro de los grupos para el peso corporal y la proporción de sexos, ± SEM (n = 3-5 por grupo). Los datos se vuelven a transformar después de la transformación logarítmica para su análisis.
  • a PAG ≤ 0.001.
  • B PAG ≤ 0.01.
  • C PAG ≤ 0.05.
  • d No significativo.

Tipificación de fibras y análisis morfológico

Tipo de fibra muscular.

El análisis cualitativo de las secciones teñidas usando histoquímica mATPase mostró una morfología de fibra similar entre NM y DM en todas las edades gestacionales. En ambas razas, sin embargo, hubo una diferencia notable entre 120 y 160 días de gestación en la morfología de los presuntos miotubos primarios, desde ser grandes y vacuolados hasta más parecidos a las miofibras maduras. El tamaño más pequeño de las fibras tipo 1 en los músculos de la DM se observó fácilmente a los 260 días de gestación (Fig. 1H).

Tinción de miosina ATPasa en M. vasto lateral a las cuatro edades gestacionales: 120 días (A y B), 160 días (C y D), 210 días (mi y F) y 260 días (GRAMO y H) de gestación. NM en los paneles de la izquierda (A, C, E y G) DM en los paneles de la derecha (B, D, F y H). A y B teñidos después de la preincubación a pH 4,2 teñidos con C-G después de la preincubación a pH 5,0 de acuerdo con el procedimiento de tinción histoquímica modificado. Las líneas punteadas indican miotubos primarios, las flechas abiertas indican fibras de tipo 1. Barra de escala = 50 μm.

El porcentaje de fibras tipo 1 tanto en DM como en NM mostró un patrón bifásico de cambio a lo largo del desarrollo (Fig.2), con números que disminuyeron entre 120 y 160 días y luego aumentaron nuevamente entre 210 y 260 días (PAG ≤ 0,001). Constantemente había menos fibras musculares tipo 1 en DM que en NM (PAG ≤ 0,001 Fig.2).

Los porcentajes promedio de fibras musculares tipo 1 en M. vasto lateral de fetos NM (círculo relleno) y DM (círculo abierto) a las cuatro edades gestacionales (n = 3 por grupo). Los valores son la media ± SEM agrupado. Triple asterisco, PAG ≤ 0,001 asterisco, PAG ≤ 0.05.

Inmunohistoquímica.

Este estudio ha mostrado un patrón similar de expresión de MHC tanto en DM como en NM a los 120 días de gestación, con fibras presuntamente primarias y presuntas secundarias que se tiñen positivamente para MHC embrionario (Fig. 3). Todas las fibras primarias también fueron positivas para MHC lento y todas las fibras secundarias también fueron positivas para MHC rápido. A los 160 días de gestación, el patrón era similar, pero había varias fibras en la NM que eran negativas para el MHC embrionario (Fig. 3G). A los 210 días, varias presuntas fibras secundarias en la DM fueron negativas para MHC embrionario y otras fueron positivas para MHC lento (Fig. 4). Algunas presuntas fibras secundarias en NM y DM fueron positivas para todas las isoformas de MHC (Fig. 4A-F). A los 260 días, todas las fibras fueron negativas para MHC embrionario en NM (Fig. 4G), mientras que la inmunotinción permaneció bastante fuerte en las presuntas fibras secundarias más pequeñas en DM (Fig. 4J).

Fotomicrografías que muestran la inmunohistoquímica del MHC en M. vasto lateral en 120 (AF) y 160 días (GRAMOL) de gestación. NM en las filas A – C y G – I, y DM en las filas D – F y J – L. El MHC embrionario se muestra en la columna de la izquierda, el MHC lento en la columna central y el MHC rápido en la columna de la derecha. Las líneas punteadas indican fibras de tipo 1. Barra de escala = 50 μm.

Fotomicrografías que muestran la inmunohistoquímica del MHC en M. vasto lateral en 210 (AF) y 260 días (GRAMOL) de gestación. NM en las filas A – C y G – I, y DM en las filas D – F y J – L. El MHC embrionario se muestra en la columna de la izquierda, el MHC lento en la columna central y el MHC rápido en la columna de la derecha. Las flechas continuas indican fibras de tipo 1, las flechas abiertas indican fibras positivas para todas las isoformas de MHC. Barra de escala = 50 μm.

Tamaño de la fibra muscular.

El área promedio de fibras tipo 1 tanto en DM como en NM disminuyó de 120 a 160 días de gestación (Fig.5a), ya que su morfología cambió de la de miotubos primarios con una región central desprovista de miofibrillas a fibras musculares más maduras rodeadas de desarrollo. fibras secundarias. A los 210 días, las fibras de tipo 1 de los músculos NM aumentaron notablemente de tamaño a medida que continuaban madurando, mientras que las fibras de DM solo tuvieron aumentos muy pequeños de tamaño, sin recuperar el tamaño que tenían anteriormente a los 120 días. Según el análisis del efecto principal, las fibras de tipo 1 fueron significativamente más pequeñas en general en DM que en NM (PAG ≤ 0,001) debido al tamaño reducido a los 210 y 260 días (Fig. 5a). El área promedio de fibras musculares tipo 2 aumentó con la edad (PAG ≤ 0,001) y fue menor en DM que en NM (PAG ≤ 0,05). Este efecto fue constante en todos los grupos de edad de 160 a 260 días (Fig. 5b).

Área de sección transversal promedio de (a) tipo 1 y (B) fibras musculares tipo 2 en M. vasto lateral Fetos NM (círculo relleno) y DM (círculo abierto) a las cuatro edades gestacionales (n = 3 por grupo). Los valores son la media ± SEM agrupado. A t-La prueba se utilizó para el cálculo de diferencias significativas dentro de los períodos de tiempo. Triple asterisco, PAG ≤ 0,001 asterisco, PAG ≤ 0.05.

Una de las medidas más sensibles de la composición general del tipo de fibra es el% de área total de un tipo de fibra específico, que es el producto del área de fibra promedio y el porcentaje numérico promedio de cada tipo de fibra. El% de área total de fibras tipo 1 disminuyó entre 120 y 160 días de gestación tanto en NM como en DM, luego se mantuvo relativamente constante durante el resto del período estudiado. El efecto neto de los cambios en el tamaño y las proporciones de las fibras tipo 1 en los animales con DM fue que el músculo en general tenía una proporción significativamente menor del área total dedicada a las fibras tipo 1 en todas las edades gestacionales (PAG ≤ 0,001 Fig.6).

Porcentaje total de área de fibras de tipo 1 calculado a partir del número promedio de fibras por fascículo multiplicado por el área promedio de fibras en M. vasto lateral de fetos NM (círculo relleno) y DM (círculo abierto) a las cuatro edades gestacionales (n = 3 por grupo). Los valores son la media de mínimos cuadrados ± SEM. Los datos se transformaron logarítmicamente para su análisis. Triple asterisco, PAG ≤ 0,001 doble asterisco, PAG ≤ 0.01.


Anatomía del músculo esquelético

Hay 3 tipos de tejido muscular en el cuerpo humano: músculo esquelético, liso y cardíaco. En este video y artículo, voy a discutir tejido del músculo esquelético.

Tejido del músculo esquelético

Los músculos esqueléticos se adhieren con mayor frecuencia a los huesos y le ayudan a mover el cuerpo. A diferencia de los otros dos tipos de tejido muscular, los músculos esqueléticos se contraen en un de forma voluntaria mediante el sistema nervioso somático, lo que le permite mover su cuerpo a voluntad.

Los músculos esqueléticos también cumplen funciones importantes, como apoyar la postura, proteger los órganos delicados e incluso producen calor durante la contracción, lo que ayuda al cuerpo a mantener una temperatura adecuada.

Estructura del músculo esquelético

Cada músculo esquelético se considera un órgano y está formado por capas de tejido conectivo, fibras musculares, vasos sanguíneos y nervios. Los músculos esqueléticos se adhieren a los huesos a través de los tendones o mediante una unión directa.

Al mirar este diagrama muscular, notará una capa externa de tejido conectivo llamada epimisio. El prefijo "epi" significa sobre o sobre (la epidermis es la capa sobre la piel), y "mysium" proviene de una palabra griega que significa "músculo". por lo tanto, el epimisio es una capa de tejido conectivo que se encuentra sobre o sobre todo el órgano muscular.

A continuación, notará que las fibras musculares están agrupadas en algo llamado fascículos, que significa "paquetes". Estos fascículos están rodeados por tejido conectivo llamado perimisio. "Peri" significa "alrededor" y nuevamente, "mysium" se refiere al músculo. Entonces el perimisio está alrededor de los fascículos que agrupan estas fibras musculares.

Dentro de los fascículos, otra capa de tejido conectivo llamada endomisio rodea las células musculares individuales. "Endo" significa "dentro", por lo que le ayudará a recordar que rodea las fibras musculares individuales dentro del fascículo.

Fibras musculares

Ahora echemos un vistazo a las células musculares individuales, que se denominan fibras musculares. Estas fibras son largas y cilíndricas y contienen varios núcleos. Estas fibras musculares están envueltas en una membrana celular llamada sarcolema.

Dentro de cada fibra muscular, hay pequeñas varillas llamadas miofibrillas, que están rodeadas de sarcoplasma. Estas miofibrillas, también llamadas fibrillas, consisten en segmentos repetidos llamados sarcómeros, que son las pequeñas unidades responsables de la contracción del músculo esquelético.

Estructura de sarcómero

Al observar más de cerca la estructura de un sarcómero, notará estas secciones en zigzag que marcan el punto final de cada sarcómero. Estos se llaman Discos Z o Líneas Z, y permiten la unión de los filamentos delgados (actina), así como una proteína elástica llamada titina.

Cada sarcómero contiene filamentos delgados (actina) y filamentos gruesos (miosina). Los filamentos delgados (actina), representados a continuación en azul, se anclan al disco Z.

Estos filamentos gruesos (miosina), representados a continuación en rojo, se adhieren a una proteína elástica y elástica llamada titin, que luego se adhiere al disco Z. Los filamentos de actina y miosina se activan durante la contracción muscular, de la que hablaré en un momento. Las "líneas M" o "bandas M" anclan el centro de los filamentos de miosina, manteniéndolos juntos mientras también actúan como un amortiguador.

Bandas de sarcómero y zonas de amplificación

Para ayudarnos a comprender las partes del sarcómero, los anatomistas dividen las secciones en bandas o zonas. La disposición de los filamentos dentro de estas bandas explica la herido Aspecto (rayado) de las fibras del músculo esquelético. Esa es una característica importante de músculo esquelético y cardíaco que querrás recordar: ambos contienen estriaciones.

  • Una banda: Primero, hay un "Una banda”En cada sarcómero, que es una sección que contiene toda la longitud de un filamento grueso de miosina, junto con porciones superpuestas de los filamentos delgados de actina. Esta sección constituye la parte oscura del patrón de estrías.
  • Yo banda: Los "Yo banda”Es la sección del sarcómero que rodea el disco Z y contiene solo filamentos delgados (actina). Esta sección constituye la banda más clara en el patrón de estrías.
  • Zona H: La zona H es la sección dentro de la banda A que consta de filamentos gruesos de miosina y sus líneas M incrustadas. No hay filamentos delgados en esta sección del sarcómero cuando está relajado.
  • Disco Z: Y nuevamente, el disco Z es la porción en zigzag que marca el final de cada sarcómero y permite la unión de filamentos de actina y titina.

Contracción del músculo esquelético

Durante la contracción muscular, los filamentos gruesos (miosina) ubicados dentro del sarcómero se curvan y la parte nudosa de la cabeza se adhiere a los delgados filamentos de actina, deslizándolos hacia la línea media del sarcómero. Este deslizamiento de filamentos hace que el sarcómero se acorte o se contraiga. A medida que esto ocurre a lo largo de todos los sarcómeros dentro de las miofibrillas, toda la fibra muscular se contrae, lo que finalmente hace que todo el órgano muscular se acorte o se contraiga.

Esto se conoce como el teoría del filamento deslizante de contracción muscular.

Cuestionario gratuito y más videos de anatomía

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