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Redundancia del código genético

Redundancia del código genético


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Un codón particular codifica solo para un aminoácido, pero un aminoácido puede ser codificado por varios codones diferentes. Ahora de acuerdo con el código genético, el codónUUUcódigos para el aminoácido fenilalanina yUUAcódigos de leucina. Pero, de acuerdo con la Hipótesis de Wobble, la base en la tercera posición del codón y la del anticodón no necesitan ser complementarias (lo que ayuda a explicar por qué hay muy pocos tipos de moléculas de ARNt, a pesar de que hay 61 codones). Si esta hipótesis es cierta, entonces podríamos colocar una fenilalanina en una posición que estaba destinada a la leucina, y viceversa (ya que los codones que las codifican difieren solo en su tercera base). Lo mismo es válido para pares como ácido aspártico y ácido glutámico y serina y arginina. Entonces, ¿cómo la traducción de una molécula de ARNm en particular da como resultado la secuencia polipeptídica correcta?


El emparejamiento oscilante es solo un fenómeno y no una regla estricta. Hay algunas justificaciones de por qué debería existir y por eso todavía se llama hipótesis. Y esta afirmación no es cierta: "la base en la tercera posición del codón y que en el anticodón no necesita ser complementaria". El residuo anticodón correspondiente al tercer residuo del codón puede ser un promiscuo base que puede emparejarse con dos o muchas bases diferentes. El ARNt de la fenilalanina tiene un anticodón:GAAque puede emparejarse con ambosUUUyUUCpero noUUA.

Entonces, la afirmación de la hipótesis de oscilación es que la primera base del anticodón (a menudo es una nucleobase modificada / atípica) puede mostrar promiscuidad de unión.


Tiene razón al decir que Crick, en su Hipótesis del bamboleo, propuso que "la base en la tercera posición del codón y la del anticodón no necesitan ser complementarias", pero el "Necesita no ser" en su declaración es una paráfrasis del "algunos" en la declaración original de Crick:

 “Se sugiere que si bien los pares de bases estándar pueden usarse de manera bastante estricta en las dos primeras posiciones del triplete, puede haber algunos bamboleo en el emparejamiento de la tercera base ".

Si lee ese documento, o consulta la entrada de Wikipedia en Wobble, se dará cuenta de que Crick está usando la palabra "algunos" para indicar que:

(i) La oscilación propuesta es específica para ciertos pares de bases.

(ii) Que dichos pares de bases oscilantes solo se encontrarán en los casos en que no violen el código genético.

El bamboleo Hipótesis - como se indicó anteriormente - se ha demostrado inequívocamente que es correcto. El bamboleo específico Normas que Crick propuso satisfacer el punto (i) se basaron en un examen de la química de las bases, y se ha demostrado que son parcialmente correctos:

Reglas de oscilación: las predicciones del origen de Crick en comparación con las bases del anticodón 5 'observadas y su apareamiento de bases con los codones.

Por lo tanto, la predicción de que las bases del anticodón 5'-tRNA, G y yo, podrían oscilar (y C no) se ha confirmado. Crick era consciente de la escasez de A en esta posición en los anticodones, y tanto él como U se encuentran normalmente en formas químicamente modificadas, cuyo emparejamiento de bases no intentó predecir (desconocía la mayoría de ellos) y que es diferente en diferentes casos. El punto a recordar es que existe una justificación científica para esto en términos de la estructura tridimensional del anticodón en el ARNt (que mantiene las dos primeras bases en posición por apilamiento de bases) y la proximidad de los grupos potencialmente unidos por puentes de hidrógeno. en las distintas bases.

El punto (ii) es que Nature solo usará Wobble donde el código genético lo permita. El emparejamiento de G con C o U siempre funciona, mientras que el emparejamiento de I con A, C o G funcionará con aminoácidos codificados por las cuatro bases en un bloque (p. Ej., Leu, Val, Ser), pero no cuando hay bloques de dos (p. Ej. Tyr, His, Asn).

Un último punto que enfatiza la base química de todo esto. Las mitocondrias de mamíferos tienen un conjunto diferente de reglas de oscilación debido a sus ARNt peculiarmente truncados.


Redundancia del código genético - Biología

Al final de esta sección, podrá:

  • Explicar el "dogma central" de la síntesis de proteínas.
  • Describir el código genético y cómo la secuencia de nucleótidos prescribe la secuencia de aminoácidos y de proteínas.

El proceso celular de transcripción genera ARN mensajero (ARNm), una copia molecular móvil de uno o más genes con un alfabeto de A, C, G y uracilo (U). La traducción de la plantilla de ARNm convierte la información genética basada en nucleótidos en un producto proteico. Las secuencias de proteínas constan de 20 aminoácidos que ocurren comúnmente, por lo tanto, se puede decir que el alfabeto de proteínas consta de 20 letras (Figura 1). Cada aminoácido está definido por una secuencia de tres nucleótidos llamada codón triplete. Los diferentes aminoácidos tienen diferentes químicas (como ácido frente a básico, o polar y apolar) y diferentes limitaciones estructurales. La variación en la secuencia de aminoácidos da lugar a una enorme variación en la estructura y función de las proteínas.

Figura 1. Se muestran las estructuras de los 20 aminoácidos que se encuentran en las proteínas. Cada aminoácido está compuesto por un grupo amino (NH + 3), un grupo carboxilo (COO -) y una cadena lateral (azul). La cadena lateral puede ser no polar, polar o cargada, así como grande o pequeña. Es la variedad de cadenas laterales de aminoácidos lo que da lugar a la increíble variación de la estructura y función de las proteínas.


10.4: El Código Genético

  • Contribuido por E. V. Wong
  • Axolotl Academica Publishing (Biología) en Axolotl Academica Publishing

Hemos descrito alegremente el propósito de los cromosomas de ADN como portadores de la información para construir las proteínas de la célula, y el ARN como intermediario para hacerlo. Sin embargo, ¿cómo es exactamente que una molécula compuesta por solo cuatro nucleótidos diferentes unidos (aunque miles e incluso miles de miles de ellos) puede decirle a la célula cuál de los veinte aminoácidos debe encadenar para formar una proteína funcional? ? La solución obvia fue que, dado que no hay suficientes nucleótidos únicos individuales para codificar cada aminoácido, debe haber combinaciones de nucleótidos que designen aminoácidos particulares. Un código de doblete permitiría sólo 16 combinaciones diferentes (4 nucleótidos posibles en la primera posición x 4 nucleótidos posibles en la segunda posición = 16 combinaciones) y no sería suficiente para codificar los 20 aminoácidos. Sin embargo, un código triplete produciría 64 combinaciones, lo suficientemente fácil como para codificar 20 aminoácidos. También lo sería un código cuatrillizo o quintillizo, para el caso, pero eso sería un desperdicio de recursos y, por lo tanto, sería menos probable. La investigación adicional demostró la existencia de un código triplete como se describe en la siguiente tabla.

Con tantas combinaciones y solo 20 aminoácidos, ¿qué hace la célula con las otras posibilidades? El código genético es un código degenerado, lo que significa que hay redundancia de modo que la mayoría de los aminoácidos están codificados por más de una combinación de tripletes (codón). Aunque es un código redundante, no es un código ambiguo: en circunstancias normales, un codón dado codifica uno y solo un aminoácido. Además de los 20 aminoácidos, también hay tres codones & ldquostop & rdquo dedicados a finalizar la traducción. Los tres codones de parada también tienen nombres coloquiales: UAA (ocre), UAG (ámbar), UGA (ópalo), siendo UAA el más común en genes procarióticos.

Los nombres coloquiales se iniciaron cuando los descubridores de UAG decidieron nombrar el codón en honor a un amigo cuyo apellido se tradujo en & ldquoamber & rdquo. El ópalo y el ocre fueron nombrados para continuar con la idea de dar nombres de color a los codones de terminación.

Los codones de parada a veces también se usan para codificar lo que ahora se consideran los aminoácidos 21º y 22º, selenocisteína (UGA) y pirrolisina (UAG). Se ha descubierto que estos aminoácidos están codificados de forma coherente en algunas especies de prokarya y archaea.

Tenga en cuenta que no hay codones de inicio dedicados: en su lugar, códigos AUG tanto para la metionina como para el inicio de la traducción, según las circunstancias, como se explica a continuación. La Met inicial es una metionina, pero en los procariotas, es una formil-metionina especialmente modificada (f-Met). El tRNA también está especializado y es diferente del tRNA que transporta metionina al ribosoma para su adición a un polipéptido en crecimiento. Por lo tanto, al referirse a un ARNt iniciador cargado, la nomenclatura habitual es fMet-ARNtI o fMet-tRNAF. También parece haber un poco más de margen para definir el sitio de inicio en procariotas que en eucariotas, ya que algunas bacterias usan GUG o UUG. Aunque estos codones normalmente codifican valina y leucina, respectivamente, cuando se utilizan como codones de inicio, el ARNt iniciador introduce f-Met.

Aunque el código genético descrito es casi universal, hay algunas situaciones en las que se ha modificado y las modificaciones se han conservado en entornos evolutivamente estables. Las mitocondrias en una amplia gama de organismos demuestran cambios estables en el código genético, incluida la conversión del AGA que codifica la arginina en un codón de parada y el cambio de AAA que codifica la lisina a la asparagina. Rara vez se encuentra un cambio en la traducción de un genoma orgánico (nuclear), pero la mayoría de esas raras alteraciones son conversiones hacia o desde codones de parada.

También existen otras alteraciones menores del código genético, pero la universalidad del código en general permanece. Algunos ADN mitocondriales pueden usar diferentes codones de inicio: los ribosomas mitocondriales humanos pueden usar AUA y AUU. En algunas especies de levadura, los codones CGA y CGC para arginina no se utilizan. Muchos de estos cambios han sido catalogados por el Centro Nacional de Información Biotecnológica (NCBI) basándose en el trabajo de Jukes y Osawa en la Universidad de California en Berkeley (EE.UU.) y la Universidad de Nagoya (Japón), respectivamente.


Células madre embrionarias de inducción neural

9.3.1 Inducción neuronal en CES de mamíferos

En ausencia de evidencia concluyente del análisis genético del ratón, principalmente debido a la redundancia genética discutida anteriormente, las ESC representan quizás el modelo más adecuado para abordar la suficiencia de la inhibición de BMP para la inducción neural en mamíferos. Es seguro asumir que, al igual que con los casquetes animales, la diferenciación de las ESC de ratones y humanos sigue el conjunto jerárquico de señales que regulan el desarrollo embrionario en la generación de las capas germinales y tipos celulares específicos (Thomson y Marshall, 1998 Yu y Thomson, 2008).

Proporcionar una respuesta rigurosa a esta pregunta, en los CES de mamíferos en general y en los cESh en particular, se ha complicado por las limitaciones técnicas inherentes a la in vitro aspectos del cultivo celular. Por ejemplo, las mESC y las hESC se cultivan de forma rutinaria en presencia de suero al 20% para proporcionar los nutrientes necesarios para el crecimiento, por lo que ya están expuestas a un suministro continuo de factores extrínsecos. Además, los cultivos de mESC pluripotentes requieren factor inhibidor de la leucemia (LIF) y BMP, junto con hESC pluripotentes, Wnt, activina / nodal y niveles muy altos de FGF (Singh y Brivanlou, 2010). Estos requisitos de señalización extrínseca complican enormemente el análisis y crean confusión en la distinción entre inductores y modificadores de la especificación del destino neuronal. Además, los marcadores moleculares específicos del tipo celular del destino embrionario humano, que se utilizan de forma rutinaria como destino celular de diagnóstico, se extrapolan de embriones de ratón. Hasta que la especificidad de estos marcadores en embriones humanos se valide directamente, es importante recordar que esta suposición puede ser engañosa. Finalmente, la falta de en vivo ensayos para validar in vitro La observación representa un obstáculo importante en el caso de las hESC. Las diferenciaciones de las ESC como cuerpos monocapa o embrioides o teratomas no sustituyen a en vivo ensayos embrionarios. In vitro el cultivo o los tumores carecen de las complejas interacciones de la capa germinal y los movimientos morfogenéticos que ocurren en vivo, por lo que no facilita las interacciones inductivas. Intentos de diseñar en vivo El ensayo de hESC por formación de quimerismo muy temprano de ratón / humano no representa un sustituto perfecto, ya que adolece de limitaciones técnicas y poca capacidad de supervivencia (James et al., 2006). A pesar de estas limitaciones, se ha demostrado que los CES son herramientas poderosas en nuestra comprensión actual de las vías de diferenciación.

Los estudios que abordan la base molecular de la especificación neuronal en los CES de mamíferos giran en torno a tres paradigmas experimentales. El primero es el cocultivo de ESC con diferentes líneas alimentadoras que inducen el destino neuronal. El segundo se basa en eliminar o minimizar el contacto celular mediante el cultivo de ESC en un medio mínimo mediante el uso de placas de alta dilución (incluidas las células individuales), imitando así los experimentos de disociación de células de casquete de animales anfibios. Finalmente, se presentan cócteles o factores individuales a las células cultivadas en una variedad de condiciones para probar sus actividades de inducción neuronal. Las combinaciones de estos enfoques se han utilizado con éxito para demostrar que la inhibición de BMP es suficiente en ESC de ratón y humano para inducir el destino neuronal, proporcionando apoyo para los datos de anfibios sobre la inhibición de BMP y el modelo por defecto neuronal. Si bien finalmente llegamos a conclusiones similares a estas, primero discutiremos el mouse y luego describiremos los experimentos humanos antes de converger en el modelo predeterminado.


Evolución de la redundancia genética

La redundancia genética significa que dos o más genes realizan la misma función y que la inactivación de uno de estos genes tiene poco o ningún efecto sobre el fenotipo biológico. La redundancia parece estar muy extendida en los genomas de organismos superiores. Ejemplos de genes aparentemente redundantes provienen de numerosos estudios de biología del desarrollo, inmunología, neurobiología y ciclo celular. Sin embargo, existe un problema: los genes que codifican proteínas funcionales deben estar bajo presión de selección. Si un gen fuera verdaderamente redundante, no estaría protegido contra la acumulación de mutaciones perjudiciales. Por lo tanto, una opinión generalizada es que tal redundancia no puede ser evolutivamente estable. Aquí desarrollamos un modelo genético simple para analizar las presiones de selección que actúan sobre genes redundantes. Presentamos cuatro casos que pueden explicar por qué la redundancia genética es común. En tres casos, la redundancia es incluso evolutivamente estable. Nuestra teoría proporciona un marco para explorar la evolución de la organización genética.


Métodos

Modelo 1. Considere una población haploide con genes en dos loci, A y B. Alelos no funcionales, a y B, surgen a tasas de mutación tua y tuB. Hay cuatro genotipos, AB, Ab, aB y ab. Las frecuencias son X1, X2, X3 y X4, y las condiciones son F1, F2, F3 y F4, respectivamente. En cada generación hay apareamiento (con recombinación), seguido de mutación y selección. El apareamiento se describe mediante las ecuaciones en diferencias: X1 = X1 + D, X2 = X2D, X3 = X3D, y X4 = X4 + D. Aquí, D = r(X2X3X1X4), dónde r es la tasa de recombinación entre el A y B loci, y r es un número entre 0 y 0,5. La mutación es descrita por X1 = X1(1 − tua)(1 − tuB), X2 = X1(1 − tua)tuB + X2(1 − tua), X3 = X1tua(1 − tuB) + X3(1 − tuB), y X4 = X1tuatuB + X2tua + X3tuB + X4. La selección se describe mediante XI = FIXI/F, dónde F = ΣIXIFI denota la aptitud media de la población. Supongamos que ambos genes realizan una función F con igual eficacia. Tenemos F1 = F2 = F3 = 1 y F4 = 0. Para tasas de mutación exactamente iguales, tua = tuB = tu, hay una línea de equilibrio dada por X1 = X2X3r(1 − tu)/tu. Para tasas de mutación desiguales, el gen con una tasa de mutación más alta se extinguirá.

Modelo 2. Tiene el mismo marco que el modelo 1, pero los genes A y B realizar funcion F con diferentes eficacias, ha y hB. Dejar ha & gt hB. La aptitud del genotipo es F1 = F2 = ha, F3 = hB y F4 = 0. La redundancia puede ser evolutivamente estable si B tiene una tasa de mutación más baja que A, tuB & lt tua. Si 1− (hB/ha) & gt tua & gt tuB[1 + (1/r)(hahB)/hB] el equilibrio es X1 * = (1 − X2 * ) × [ha(1 − tua) − hB(1 − tuB)] / [(hahB)(1 − tua)], X2 * = (1/r)[tuB/(1 − tuB) × [ha(1 − tua) − hB(1 − tuB)] / [hB(tuatuB)], X3 * = 1 − X1 * − X2 * , y X4 * = 0. Para tasas de mutación bajas, la frecuencia de equilibrio de la redundante AB el genotipo es aproximadamente X1 * ≈ 1 − (1/r)[tuB/(tuatuB)](hahB)/hB. Por ejemplo, si ha = 1, hB = 0.99, tua = 1.1 × 10 −6 , tuB = 10 −6 y r = 0.5, entonces la frecuencia de equilibrio de AB es de aproximadamente 0,8.

Este modelo se puede ampliar a norte genes con diferentes tasas de mutación y diferentes eficacias. La aptitud de un genotipo particular viene dada por la eficacia del gen más eficiente. Si los genes menos eficientes tienen tasas de mutación más bajas, entonces es posible la estabilidad de varios genes redundantes. Sin embargo, para un gran número de genes, las condiciones sobre la eficacia y las tasas de mutación se vuelven muy restrictivas.

Modelo 3. Considere dos genes, A y B, y dos funciones, F1 y F2. Gene A realiza función F1 con eficacia hay gen B realiza función F1 con menor eficacia hB y función F2 con una eficacia de uno. Mutaciones en A conducir a la variante inactiva a la tasa de mutación es tua. Mutaciones en B puede conducir a una variante B1, que ha perdido la capacidad de realizar la función F1 pero todavía funciona F2, o a la variante B2, que es completamente inactivo, las tasas de mutación son tuB1 y tuB2, respectivamente. Variante B2 también puede surgir de B1 a una tasa de mutación tuB3. La organización redundante para realizar funciones F1, es evolutivamente estable si tuB1 & lt tua. El análisis es similar al modelo 2 si tuB2tuB3: para bajas tasas de mutación, la frecuencia de equilibrio de AB es aproximadamente X1 * ≈ 1 − (1/r)[tuB1/(tuatuB1)] × (hahB)/ha. Para los mismos valores numéricos que el modelo 2, y suponiendo que tuB1 es 10 veces más pequeño que tua, encontramos que la frecuencia de equilibrio de AB es 0,998. La pleiotropía facilita la redundancia.

Modelo 4. Considere dos genes A y B con tasas de mutación tua y tuB y tasas de error de desarrollo δa y δB. La mutación y la selección se describen mediante las ecuaciones de diferencia. X1 = (1 - δaδB)(1 − tua)(1 − tuB)X1/F, X2 = (1 - δa) × (X1tuB + X2)/F, X3 = (1 - δB)(1 − tuB)(X1tua + X3)/F, X4 = 0, donde F es tal que X1 + X2 + X3 = 1. A diferencia de los modelos 1-3, la recombinación no es esencial aquí. La frecuencia de equilibrio de AB es X1 = 1/<1 + [tua(1 - δB)] / [δB(1 - δa) − tua(1 - δaδB)] + [tuB(1 - δa)] / [δa(1 - δB) − tuB(1 - δaδB)]>. Para pequeños valores de tu y δ, obtenemos X1 ≈ 1/<1 + [tua/ (δBtua)] + [tuB/ (δatuB)]>. Por tanto, las condiciones necesarias para una gran X1 están tua & lt δB y tuB & lt δa.

El modelo se puede ampliar a norte genes. Supongamos que todos los genes tienen una tasa de mutación.tu y tasa de error de desarrollo δ. Dejar XI denotar genotipos con I genesI = 0,…, norte). La dinámica de la población es Xnortek = (Fnortek/F) ΣI = 0 k (kI norteI ) × tu kI XnorteI, dónde Fj = (1 - δ j )(1 − tu) j y F es tal que todas las frecuencias se suman a una. El equilibrio se puede resolver de forma recursiva. Un equilibrio con el genotipo que contiene todos norte genes redundantes es posible si Fnorte & gt Fnorte−1. Esto lleva a norte & lt 1 + (registro tu) / (log δ).

Modelos diploides. Nuestros resultados para modelos haploides también se aplican a modelos diploides. En modelos diploides, distinguimos cuatro gametos, AB, Ab, aB y ab, que forman nueve cigotos: AB / AB, AB / Ab, Ab / Ab, AB / aB, aB / aB, AB / ab, Ab / ab, aB / ab y ab / ab. Para cada generación asumimos que la mutación actúa sobre la frecuencia de los gametos, luego se forman los cigotos, la selección actúa sobre los cigotos y finalmente se forman nuevos gametos, incluida la posibilidad de recombinación. De acuerdo con el modelo haploide 1, encontramos que el caso donde todos los cigotos tienen alta aptitud excepto ab / ab que tiene baja aptitud, no conduce a una redundancia estable. Los casos similares a los modelos 2 y 3 proporcionan una redundancia estable. Los modelos diploides con errores de desarrollo también proporcionan una redundancia estable.

Hay algunos casos adicionales que pueden dar lugar a redundancia en modelos diploides. Brookfield descubrió uno de estos casos: se supone que el doble heterocigoto, AB / ab, es tan apto como el tipo salvaje, AB / AB, pero Ab / ab, aB / ab y ab / ab tiene poca aptitud física 1. Además, la redundancia estable también es posible para la dominancia parcial donde todos los homocigotos tienen una alta aptitud, el heterocigoto doble tiene una aptitud más baja, los heterocigotos individuales tienen una aptitud aún más baja, y ab / ab tiene la aptitud más baja.

Clasificación de redundancia. Es útil distinguir tres tipos de redundancia genética. (1) La verdadera redundancia 1 denota la situación en la que un individuo con un genotipo redundante, AB, no es más apto que uno en el que uno de los genes redundantes ha sido eliminado, Ab. En el modelo 2, B es realmente redundante, pero A no es. En los casos de pleiotropía, la "verdadera redundancia" implica que el genotipo completamente redundante no es más apto que un genotipo en el que se ha eliminado la función pleiotrópica de un gen. (2) "Redundancia genérica" ​​es el caso cuando un AB El individuo sólo ocasionalmente está más en forma que un Ab individual. Esto puede ser consecuencia de raros errores de desarrollo. Otra posibilidad es que AB solo está más en forma que Ab en algunos entornos. (3) "Casi redundancia" significa que el genotipo redundante AB es siempre un poco más apto que cualquier genotipo en el que uno de los genes redundantes ha sido eliminado. Por supuesto, la diferencia de aptitud debería ser pequeña si se considera que la situación es redundante. Varios de estos ejemplos se han discutido anteriormente 5.


Dicotomía del plegamiento traslacional ribosómico

Vista mecanicista

Varios estudios sugieren que los ribosomas utilizan múltiples vías para promover formaciones estructurales en cadenas nacientes. Los ribosomas pueden promover la formación de hélice (Woolhead et al., 2004), la compactación de cadenas nacientes detenidas (Lu y Deutsch, 2005) y la posible formación de co-traducción de estructuras secundarias y algunas terciarias (Evans et al., 2008 Kosolapov y Deutsch, 2009 ). En procariotas, el plegamiento co-traduccional implica factores desencadenantes y acompañantes. En eucariotas, se trata principalmente de acompañantes y proteínas de unión. Por ejemplo, el túnel del ribosoma actúa como un tubo que puede manejar conformaciones extendidas y estructuras secundarias de la cadena peptídica. El borde del túnel consta de ARN y proteínas ribosómicas. Estas proteínas son sitios de interacción para factores asociados a ribosomas que se utilizan para dirigir y plegar la cadena peptídica. La carga de residuos específicos de péptidos nacientes ralentiza o detiene el proceso de traducción (Kramer et al., 2009). Se han observado otras vías para regular la síntesis de proteínas y ayudar con la asociación de factores como la Partícula de Reconocimiento de Señal (SRP) (Kramer et al., 2009). Los ribosomas transmiten señales que relacionan la cadena naciente y su posición en el túnel con su superficie, controlando así las interacciones con SRP (Walter y Blobel, 1983 Kramer et al., 2009). La unión de SRP a la proteína naciente en eucariotas puede detener el proceso de traducción (Kramer et al., 2009). La arquitectura ribosómica utiliza la retroalimentación a través de interacciones de túnel y señalización de proteínas para controlar el plegamiento traslacional (Marin, 2008).

Las acompañantes también participan en el plegamiento de proteínas de novo. Los acompañantes trabajan de manera cooperativa con los ribosomas en las proximidades de ellos. Estas actividades de co-traducción exhiben una orquestación temporal y normalmente actúan en sentido descendente en el proceso de plegado. El gran número de mecanismos de chaperona y sus interacciones temporales con las cadenas polipeptídicas nacientes actúan para coordinar el plegamiento co-traduccional durante sus etapas de crecimiento. Los factores desencadenantes bacterianos son acompañantes asociados a los ribosomas. Trabajan en conjunto con las cadenas nacientes y su proximidad a los túneles de salida de los ribosomas. La interacción del factor desencadenante con el ribosoma y la cadena naciente es función de su longitud, secuencia y estado de plegado (Kaiser et al., 2006 Raine et al., 2006). Reduciendo la tasa de plegado in vitro y en vivo, se ha demostrado que los factores desencadenantes mejoran el plegamiento de sustratos de múltiples dominios modelo (Agashe et al., 2004). Los procariotas utilizan factores desencadenantes de chaperón unidos a ribosomas. Los eucariotas utilizan factores como J, Hsp70, Hsp 40 y sistemas basados ​​en proteínas del complejo asociado a la cadena naciente (NAC) junto con otros mecanismos similares.

Co-TP también puede inducirse en respuesta al estrés ambiental (Liu et al., 2013). La pausa permite que las células se adapten a las condiciones ambientales cambiantes, como el estrés por calor. Esta pausa se ha observado donde el polipéptido naciente emerge del túnel de salida del ribosoma. Esto tiene el efecto de inhibir el funcionamiento de la chaperona por un mutante dominante negativo u otros inhibidores químicos. Esto sugiere un papel dual para los acompañantes tanto para el alargamiento como para el co-TP (Liu et al., 2013). Los estudios han demostrado que el ribosoma & # x00027s puede ajustar el proceso de elongación al detectar y reaccionar al entorno intercelular.

Control interno (disposición de nucleótidos)

La TP de proteínas nacientes también se ha relacionado con la disposición de nucleótidos en el ARNm, así como con secciones de regiones codificantes de nucleótidos que desestabilizan o terminan la síntesis de proteínas. La pausa puede ser inducida por la estructura del ARNm (Somogyi et al., 1993), la unión de SRP (Lipp et al., 1987), las proteínas de unión del ARNm, los codones raros (Varenne et al., 1984) y anti-Shine-Dalgarno (aSD ) secuencias de codones (Li et al., 2012). Se ha demostrado que la sustitución de codones raros por codones más abundantes en Escherichia coli o Saccharomyces cerevisiae ha dado lugar a velocidades de traducción de proteínas más rápidas. Pero estos factores también reducen adversamente la actividad de esas proteínas (Crombie et al., 1992 Komar et al., 1999). Esta mutagénesis silenciosa dio como resultado una actividad específica un 20% menor que conducía a un aumento de los niveles de plegamiento incorrecto. Además, se ha demostrado que la eficacia de plegamiento de una proteína multidominio en E. coli ha sido perturbado por sustituciones sinónimos de codones raros por abundantes ARNt (Zhang et al., 2009). Sin embargo, los datos muestran que con niveles fijos de ARNt & # x00027s, los ARNm codificados como sinónimos & # x00027s se traducen con diferentes velocidades (Sorensen et al., 1989 Sorensen y Pedersen, 1991 Li et al., 2012). Por ejemplo, una mutación silenciosa en el gen humano ABCB1 provocó que ocurriera un cambio conformacional en la P-glicoproteína. Esta proteína se pliega de manera diferente debido a un cambio temporal en la traducción que afecta el momento del proceso de plegado (Kimchi-Sarfaty et al., 2007). Por tanto, las rutas de plegamiento de proteínas se ven afectadas por cambios en las regiones codificantes del ADN.

Un ejemplo de unión de partículas al ARNm se puede encontrar en la región de 249 nucleótidos del ARNm de c-myc conocida como determinante de inestabilidad de la región codificante (CRD) (Lemm y Ross, 2002). Se ha planteado la hipótesis de que la TP que se produce en la región CRD provoca que las regiones aguas abajo del ARNm de c-myc sean susceptibles a la escisión de endonucleasas (Lemm y Ross, 2002). Este ataque puede ocurrir durante el tiempo de pausa a menos que ciertas proteínas de unión (CRD-BP) estén unidas a esta región que la proteja del proceso de endonucleasa. Los sitios de pausa ocurren dentro de la región CRD c-myc y se asignan a codones raros de arginina (CGA) y treonina adyacente (ACA) (Lemm y Ross, 2002). Los datos de Lemm (Lemm y Ross, 2002) muestran que los sitios de pausa también ocurren en diferentes codones dentro del CRD. Sin embargo, el primer codón de arginina es el sitio más fuerte. El cambio del codón arginina CGA y treonina ACA por codones sinónimos más comunes no provocó que el ribosoma se detuviera. Esto apoya la afirmación de que los codones CGA y ACA son un sitio de pausa (Lemm y Ross, 2002), ya que CGA y ACA producen una pausa, mientras que reemplazarlos con codones sinónimos no produce ningún efecto de pausa.

El trabajo reciente se ha basado en las observaciones anteriores que muestran una fuerte relación entre las disposiciones específicas de codones en el ARNm y la tasa de traducción (Li et al., 2012). Los pares de codones dentro de las regiones codificantes que son similares a las secuencias de Shine Dalgarno (SD) han mostrado una correlación directa con TP. En las bacterias, el inicio del proceso de traducción está precedido por la adquisición de una secuencia de elementos de seis nucleótidos conocida como secuencia SD. Normalmente, esta secuencia SD precede a la región codificante del transcrito de ARNm y permite la unión del ribosoma en el codón de inicio (Chen et al., 1994). La secuencia SD está generalmente cadena arriba del codón de inicio AUG (Shine y Dalgarno, 1975). La tasa de traducción es una función de la energía libre de hibridación de un hexanucleótido a una secuencia de aSD en el ARNr 16S del ribosoma. Estas tasas no uniformes dependen del código incrustado (en forma de secuencias aSD similares) dentro del cuerpo de las regiones codificantes del mensaje genético contenido en la transcripción del ARNm (Li et al., 2012). Se ha demostrado que las pausas transitorias afectan el plegamiento co-traduccional de la proteína naciente al modular el proceso de elongación (Li et al., 2012). Este control temporal juega un papel importante en la prescripción de la funcionalidad de las proteínas.

Hasta ahora, la TP se ha estudiado en muy pocas especies no bacterianas. Shalgi y col. (2013) reportaron evidencia de TP que resultó en una pausa de elongación debido a eventos de choque térmico en células humanas y de ratón. El plegamiento incorrecto de las proteínas tanto en el citoplasma como durante la traducción, hace que la célula responda mediante el uso de una expresión regulada al alza de proteínas de choque térmico. Durante un evento de estrés por calor, TP se inicia en el ribosoma alrededor del codón 65 en la mayoría de las células humanas y de ratón. Se ha sugerido que este fenómeno de todo el genoma involucra acompañantes asociados a ribosomas. Los mecanismos reguladores pueden estar involucrados en TP alrededor del codón 65 de la mayoría de los ARNm del gen & # x00027s, lo que da como resultado una pausa de elongación en la que se emplea una clase particular de chaperones para responder al plegamiento incorrecto inducido por el calor (Richter et al., 2010). Aún queda por ver si los codones en la posición 65 del codón exhiben sintonía temporal en función de la redundancia del codón.

Hilo común entre el control mecánico y el interno

Existe un hilo común entre la ejecución mecánica del proceso de plegado (túnel de salida / factores / acompañantes) y los procesos internos de ARNm implicados en el plegamiento de la proteína naciente. Sostenemos que la relación causal con el plegamiento co-traduccional se debe a una disposición prescrita de codones dentro del ARNm. Basamos esto en el hecho de que para los factores desencadenantes, las chaperonas y las proteínas de unión están relacionadas con la secuencia de la cadena de aminoácidos naciente. La secuencia de aminoácidos, por consecuencia necesaria, apunta a secuencias de ARNm. Además, postulamos que las interacciones con la pausa de la traducción se remontan a las disposiciones específicas de codones redundantes en el ARNm y, en última instancia, al genoma. Proponemos que las funciones de pausa se facilitan generando primero un estado de pausa en la traducción de los codones del ARNm dentro del ribosoma. Esto le da a los factores proteicos, factores desencadenantes y otros acompañantes el tiempo necesario para realizar mecánicamente las operaciones de plegado.

& # x0201CPausar función & # x0201D es causada por secuencias de codones de ARNm específicas más que por interacciones túnel-proteína con secuencias de aminoácidos. Esta afirmación está respaldada por datos que implican la sustitución de codones raros con codones sinónimos en E. coli. Si el efecto de pausa estaba relacionado únicamente con la secuencia de la cadena de aminoácidos, entonces la sustitución de codones por codones sinónimos debería producir la misma cadena de aminoácidos plegada con la misma velocidad de traducción. Sin embargo, la sustitución de codones raros por codones sinónimos produjo un cambio en la velocidad y cambios de conformación (Gong y Yanofsky, 2002 Lemm y Ross, 2002 Chiba et al., 2011 Li et al., 2012).

El análisis global en bacterias indica que el 70% de las pausas fuertes se produce cuando las secuencias internas similares a SD son dominantes en las regiones codificantes (Li et al., 2012). Cabe señalar que los sitios de SD canónicos dentro del cuerpo de las regiones codificantes son raros en comparación con los hexámeros de baja afinidad que tienen tasas variables de aparición. Esta lógica se alinea con la hipótesis de que la causalidad de TP se debe a la secuencia de codones, que en última instancia se remonta al genoma. Esta relación de causa y efecto proporciona una explicación coherente de la causalidad del fenómeno TP.

Utilizando este razonamiento, hemos examinado las secuencias SD en el ARNm que impulsa la traducción pausando dentro del ribosoma. Examinamos este fenómeno para determinar si un código está involucrado, con la redundancia inherente del código genético. Hemos examinado estos datos en detalle y mostraremos que exhibe las propiedades de un código que se utiliza para permitir el plegamiento de proteínas. Mostraremos que este código reside en la misma información prescriptiva ontológica (PIo) espacio como el código genético utilizado en el proceso de síntesis de proteínas. Este uso dual del mismo código dentro de las regiones codificantes de genes se controlaría normalmente de forma semiótica si cada codón tuviera sólo un mapeo para su correspondiente aminoácido. Sin embargo, se sabe que el código genético es redundante, lo que significa que múltiples codones pueden prescribir el mismo aminoácido. Demostraremos que esta redundancia es precisamente lo que permite que la doble funcionalidad del código genético codifique funciones simultáneas dentro del mismo espacio de codificación, y utilizando la misma cadena de nucleótidos sin ambigüedad. Al hacerlo, mostramos por qué el término & # x0201Cdegeneracy & # x0201D es completamente inapropiado. La funcionalidad de codificación dual de la redundancia es cualquier cosa menos & # x0201Cdegenerate. & # X0201D Representa, en cambio, mucha más sofisticación, capas y dimensiones de prescripción formal.

We posit that the translation pausing function is enabled by a code that is superimposed upon the genetic code, yet remains distinct and independent from the genetic code. We further posit that the genetic code consist of multi-threads of information co-existing in the same physical space which is made possible by the redundancy of the genetic code itself. To support these propositions we begin by examining the data for aSD hexamer sequences to determine the logic and rules that give it the property of code.


Genetic code redundancy and its influence on the encoded polypeptides

The genetic code is said to be redundant in that the same amino acid residue can be encoded by multiple, so-called synonymous, codons. If all properties of synonymous codons were entirely equivalent, one would expect that they would be equally distributed along protein coding sequences. However, many studies over the last three decades have demonstrated that their distribution is not entirely random. It has been postulated that certain codons may be translated by the ribosome faster than others and thus their non-random distribution dictates how fast the ribosome moves along particular segments of the mRNA. The reasons behind such segmental variability in the rates of protein synthesis, and thus polypeptide emergence from the ribosome, have been explored by theoretical and experimental approaches. Predictions of the relative rates at which particular codons are translated and their impact on the nascent chain have not arrived at unequivocal conclusions. This is probably due, at least in part, to variation in the basis for classification of codons as "fast" or "slow", as well as variability in the number and types of genes and proteins analyzed. Recent methodological advances have allowed nucleotide-resolution studies of ribosome residency times in entire transcriptomes, which confirm the non-uniform movement of ribosomes along mRNAs and shed light on the actual determinants of rate control. Moreover, experiments have begun to emerge that systematically examine the influence of variations in ribosomal movement and the fate of the emerging polypeptide chain.


Referencias

Amoeba Sisters. (2019, September 17). How to read a codon chart. YouTube. https://www.youtube.com/watch?v=LsEYgwuP6ko&feature=youtu.be

Bozeman Science. (2012, September 15). Comparing DNA sequences. YouTube. https://www.youtube.com/watch?v=OSKwuOccAak&feature=youtu.be

Wikipedia contributors. (2020, July 2). Marshall Warren Nirenberg. En Wikipedia. https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Marshall_Warren_Nirenberg&oldid=965562106

La unidad más pequeña de vida, que consta de al menos una membrana, citoplasma y material genético.

Ácido nucleico del que ahora se conocen muchos tipos diferentes, incluido el ARN mensajero, el ARN de transferencia y el ARN ribosómico.

Secuencia de 3 nucleótidos de ADN o ARN que se corresponde con un aminoácido específico o una señal de parada durante la síntesis de proteínas.

Los aminoácidos son compuestos orgánicos que se combinan para formar proteínas.

La ubicación específica en el ADN donde un conjunto de codones codificará una determinada proteína. El marco de lectura comienza con el codón de inicio (AUG).

Ácido desoxirribonucleico: la molécula que lleva las instrucciones genéticas para el desarrollo, funcionamiento, crecimiento y reproducción de todos los organismos conocidos y muchos virus.

Gran familia de moléculas de ARN que transportan información genética desde el ADN al ribosoma, donde especifican la secuencia de aminoácidos de los productos proteicos de la expresión génica.


Contenido

There are many theories behind the origin of genetic codes. The genetic code used by all known forms of life is nearly universal. However, there are a huge number of possible genetic codes. If amino acids are randomly associated with triplet codons, there will be 1.5 x 10 84 possible genetic codes. Phylogenetic analysis of transfer RNA suggests that tRNA molecules evolved before the present set of aminoacyl-tRNA synthetases.

Theoretically the genetic code could be completely random (a "frozen accident"), completely non-random (optimal) or a combination of random and nonrandom. There are sufficient data to refute the first possibility. For a start, a quick view on the table of the genetic code already shows a clustering of amino acid assignments. Furthermore, amino acids that share the same biosynthetic pathway tend to have the same first base in their codons, and amino acids with similar physical properties tend to have similar codons.

There are four themes running through the many theories that seek to explain the evolution of the genetic code (and hence the origin of these patterns):

1. Chemical principles govern specific RNA interaction with amino acids. Aptamer experiments showed that some amino acids have a selective chemical affinity for the base triplets that code for them. Recent experiments show that of the 8 amino acids tested, 6 show some RNA triplet-amino acid association. This has been called the stereochemical code. The stereochemical code could have created an ancient core of assignments. The current complex translation mechanism involving tRNA and associated enzymes may be a later development, and that originally, protein sequences were directly templated on base sequences.

2. Biosynthetic expansion. The standard modern genetic code grew from a simpler earlier code through a process of "biosynthetic expansion". Here the idea is that primordial life "discovered" new amino acids (e.g., as by-products of metabolism) and later back-incorporated some of these into the machinery of genetic coding. Although much circumstantial evidence has been found to suggest that fewer different amino acids were used in the past than today, precise and detailed hypotheses about exactly which amino acids entered the code in exactly what order have proved far more controversial.

3. Natural selection has led to codon assignments of the genetic code that minimize the effects of mutations. A recent hypothesis suggests that the triplet code was derived from codes that used longer than triplet codons. Longer than triplet decoding has higher degree of codon redundancy and is more error resistant than the triplet decoding. This feature could allow accurate decoding in the absence of highly complex translational machinery such as the ribosome.

4. Information channels: Information-theoretic approaches see the genetic code as an error-prone information channel. The inherent noise (i.e. errors) in the channel poses the organism with a fundamental question: how to construct a genetic code that can withstand the impact of noise while accurately and efficiently translating information? These “rate-distortion” models suggest that the genetic code originated as a result of the interplay of the three conflicting evolutionary forces: the needs for diverse amino-acids, for error-tolerance and for minimal cost of resources. The code emerges at a coding transition when the mapping of codons to amino-acids becomes nonrandom. The emergence of the code is governed by the topology defined by the probable errors and is related to the map coloring problem.

Ribonucleic acid (RNA) with two repeating units (UCUCUCU → UCU CUC UCU) produced two alternating amino acids. This, combined with the Nirenberg and Leder experiment, showed that UCU codes for Serine and CUC codes for Leucine. RNAs with three repeating units (UACUACUA → UAC UAC UAC, or ACU ACU ACU, or CUA CUA CUA) produced three different strings of amino acids. RNAs with four repeating units including UAG, UAA, or UGA, produced only dipeptides and tripeptides thus revealing that UAG, UAA and UGA are stop codons. With this, Khorana and his team had established that the mother of all codes, the biological language common to all living organisms, is spelled out in three-letter words: each set of three nucleotides codes for a specific amino acid. Their Nobel lecture was delivered on December 12, 1968. To do this Khorana was also the first to synthesize oligonucleotides, that is, strings of nucleotides.

The table of Genetic Code Edit

2nd base
T C A GRAMO
1st base T TTT (Phe/F) Phenylalanine TCT (Ser/S) Serine TAT (Tyr/Y) Tyrosine TGT (Cys/C) Cysteine
TTC (Phe/F) Phenylalanine TCC (Ser/S) Serine TAC (Tyr/Y) Tyrosine TGC (Cys/C) Cysteine
TTA (Leu/L) Leucine TCA (Ser/S) Serine TAA Ochre (Parada) TGA Opal (Parada)
TTG (Leu/L) Leucine TCG (Ser/S) Serine ETIQUETA Amber (Parada) TGG (Trp/W) Tryptophan
C CTT (Leu/L) Leucine CCT (Pro/P) Proline GATO (His/H) Histidine CGT (Arg/R) Arginine
CTC (Leu/L) Leucine CCC (Pro/P) Proline CAC (His/H) Histidine CGC (Arg/R) Arginine
CTA (Leu/L) Leucine CCA (Pro/P) Proline CAA (Gln/Q) Glutamine CGA (Arg/R) Arginine
CTG (Leu/L) Leucine CCG (Pro/P) Proline CAG (Gln/Q) Glutamine CGG (Arg/R) Arginine
A ATT (Ile/I) Isoleucine ACTUAR (Thr/T) Threonine AAT (Asn/N) Asparagine AGT (Ser/S) Serine
ATC (Ile/I) Isoleucine ACC (Thr/T) Threonine CAA (Asn/N) Asparagine AGC (Ser/S) Serine
ATA (Ile/I) Isoleucine ACA (Thr/T) Threonine AAA (Lys/K) Lysine AGA (Arg/R) Arginine
ATG (Met/M) Methionine ACG (Thr/T) Threonine AAG (Lys/K) Lysine AGG (Arg/R) Arginine
GRAMO GTT (Val/V) Valine GCT (Ala/A) Alanine GAT (Asp/D) Aspartic acid GGT (Gly/G) Glycine
GTC (Val/V) Valine GCC (Ala/A) Alanine GAC (Asp/D) Aspartic acid GGC (Gly/G) Glycine
GTA (Val/V) Valine GCA (Ala/A) Alanine GAA (Glu/E) Glutamic acid GGA (Gly/G) Glycine
GTG (Val/V) Valine GCG (Ala/A) Alanine GAG (Glu/E) Glutamic acid GGG (Gly/G) Glycine
nonpolar polar básico ácido (stop codon)

Degeneracy is the redundancy of the genetic code. The genetic code has redundancy but no ambiguity ( above for the full correlation). For example, although codons GAA and GAG both specify glutamic acid (redundancy), neither of them specifies any other amino acid (no ambiguity). The codons encoding one amino acid may differ in any of their three positions. For example the amino acid glutamic acid is specified by GAA and GAG codons (difference in the third position), the amino acid leucine is specified by UUA, UUG, CUU, CUC, CUA, CUG codons (difference in the first or third position), while the amino acid serine is specified by UCA, UCG, UCC, UCU, AGU, AGC (difference in the first, second or third position).

A position of a codon is said to be a fourfold degenerate site if any nucleotide at this position specifies the same amino acid. For example, the third position of the glycine codons (GGA, GGG, GGC, GGU) is a fourfold degenerate site, because all nucleotide substitutions at this site are synonymous i.e., they do not change the amino acid. Only the third positions of some codons may be fourfold degenerate. A position of a codon is said to be a twofold degenerate site if only two of four possible nucleotides at this position specify the same amino acid. For example, the third position of the glutamic acid codons (GAA, GAG) is a twofold degenerate site. In twofold degenerate sites, the equivalent nucleotides are always either two purines (A/G) or two pyrimidines (C/U), so only transversional substitutions (purine to pyrimidine or pyrimidine to purine) in twofold degenerate sites are nonsynonymous.

A position of a codon is said to be a non-degenerate site if any mutation at this position results in amino acid substitution. There is only one threefold degenerate site where changing to three of the four nucleotides may have no effect on the amino acid (depending on what it is changed to), while changing to the fourth possible nucleotide always results in an amino acid substitution. This is the third position of an isoleucine codon: AUU, AUC, or AUA all encode isoleucine, but AUG encodes methionine. In computation this position is often treated as a twofold degenerate site.

There are three amino acids encoded by six different codons: serine, leucine, and arginine. Only two amino acids are specified by a single codon. One of these is the amino-acid methionine, specified by the codon AUG, which also specifies the start of translation the other is tryptophan, specified by the codon UGG. The degeneracy of the genetic code is what accounts for the existence of synonymous mutations.

Degeneracy results because there are more codons than encodable amino acids. For example, if there were two bases per codon, then only 16 amino acids could be coded for (4²=16). Because at least 21 codes are required (20 amino acids plus stop), and the next largest number of bases is three, then 4³ gives 64 possible codons, meaning that some degeneracy must exist.

These properties of the genetic code make it more fault-tolerant for point mutations. For example, in theory, fourfold degenerate codons can tolerate any point mutation at the third position, although codon usage bias restricts this in practice in many organisms twofold degenerate codons can tolerate one out of the three possible point mutations at the third position. Since transition mutations (purine to purine or pyrimidine to pyrimidine mutations) are more likely than transversion (purine to pyrimidine or vice-versa) mutations, the equivalence of purines or that of pyrimidines at twofold degenerate sites adds a further fault-tolerance.

Despite the redundancy of the genetic code, single point mutations can still cause dysfunctional proteins. For example, a mutated hemoglobin gene causes sickle-cell disease. In the mutant hemoglobin a hydrophilic glutamate (Glu) is substituted by the hydrophobic valine (Val), that is, GAA or GAG becomes GUA or GUG. The substitution of glutamate by valine reduces the solubility of Beta globulins|β-globin which causes hemoglobin to form linear polymers linked by the hydrophobic interaction between the valine groups, causing sickle-cell deformation of erythrocytes. Sickle-cell disease is generally not caused by a de novo mutación. Rather it is selected for in geographic regions where malaria is common (in a way similar to thalassemia), as heterozygous people have some resistance to the malarial Plasmodium parasite (heterozygote advantage). [5]

These variable codes for amino acids are allowed because of modified bases in the first base of the anticodon of the tRNA, and the base-pair formed is called a wobble base pair. The modified bases include inosine and the Non-Watson-Crick U-G basepair. [6]

Initiation or Start Codon Edit

The start codon is generally defined as the point, sequence, at which a ribosome begins to translate a sequence of RNA into amino acids. When an RNA transcript is "read" from the 5' carbon to the 3' carbon by the ribosome the start codon is the first codon on which the tRNA bound to Met, methionine, and ribosomal subunits attach. ATG and AUG denote sequences of DNA and RNA, respectively, that are the start codon or initiation codon encoding the amino acid methionine (Met) in eukaryotes and a modified Met (fMet) in prokaryotes. The principle called the Central dogma of molecular biology describes the process of translation of a gene to a protein. Specific sequences of DNA act as a template to synthesize mRNA in a process termed "transcription" in the nucleus. This mRNA is exported from the nucleus into the cytoplasm of the cell and acts as a template to synthesize protein in a process called "translation." Three nucleotide bases specify one amino acid in the genetic code, a mapping encoded in the tRNA of the organism. The first three bases of the coding sequence (CDS) of mRNA to be translated into protein are called a start codon or initiation codon. The start codon is almost always preceded by an untranslated region 5' UTR. The start codon is typically AUG (or ATG in DNA this also encodes methionine). Very rarely in higher organisms (eukaryotes) are non AUG start codons used. In addition to AUG, alternative start codons, mainly GUG y UUG are used in prokaryotes. For example E. coli uses 83% ATG (AUG), 14% GTG (GUG), 3% TTG (UUG) and one or two others (e.g., ATT and CTG).

Termination or Stop codon Edit

In the genetic code, a stop codon (also known as termination codon) is a nucleotide triplet within messenger RNA that signals a termination of translation. Proteins are based upon polypeptides, which are unique sequences of amino acids and most codons in messenger RNA correspond to the addition of an amino acid to a growing polypeptide chain, which may ultimately become a protein — stop codons signal the termination of this process, releasing the amino acid chain.

Stop codons were historically given many different names, as they each corresponded to a distinct class of mutants that all behaved in a similar manner. These mutants were first isolated within bacteriophages (T4 and lambda), viruses that infect the bacteria Escherichia coli. Mutations in viral genes weakened their infectious ability, sometimes creating viruses that were able to infect and grow within only certain varieties of E coli.

1. Amber mutations were the first set of nonsense mutations to be discovered. They were isolated by Richard Epstein and Charles Steinberg, but named after their friend Harris Bernstein (see Edgar pgs. 580-581 [7] ) for the story behind this incident)

Viruses with amber mutations are characterized by their ability to infect only certain strains of bacteria, known as amber suppressors. These bacteria carry their own mutation that allow a recovery of function in the mutant viruses. For example, a mutation in the tRNA that recognizes the amber stop codon allows translation to "read through" the codon and produce full-length protein, thereby recovering the normal form of the protein and "suppressing" the amber mutation. Thus, amber mutants are an entire class of virus mutants that can grow in bacteria that contain amber suppressor mutations.

2.Ochre Ochre mutation was the second stop codon mutation to be discovered. Given a color name to match the name of amber mutants, ochre mutant viruses had a similar property in that they recovered infectious ability within certain suppressor strains of bacteria. The set of ochre suppressors was distinct from amber suppressors, so ochre mutants were inferred to correspond to a different nucleotide triplet. Through a series of mutation experiments comparing these mutants with each other and other known amino acid codons, Sydney Brenner concluded that the amber and ochre mutations corresponded to the nucleotide triplets "UAG" and "UAA". [8]

3. Opal mutations or umber mutations the third and last stop codon in the standard genetic code was discovered soon after, corresponding to the nucleotide triplet "UGA". Nonsense mutations that created this premature stop codon were later called opal mutations or umber mutations.

In RNA: UAG ("amber") UAA ("ochre") UGA ("opal")

In DNA: TAG ("amber") TAA ("ochre") TGA ("opal" or "umber").

Exceptions to the Universal Genetic Code (UGC) in mitochondria
Organismo Codon Estándar Novela
Mamífero AGA, AGG Arginina Stop codon
AUA Isoleucine Metionina
UGA Stop codon Triptófano
Invertebrados AGA, AGG Arginina Serina
AUA Isoleucine Metionina
UGA Stop codon Triptófano
Levadura AUA Isoleucine Metionina
UGA Stop codon Triptófano
CUA Leucine Treonina

Exceptions to the genetic code: Although the vast majority of living organisms today use the standard genetic code, geneticists have discovered a few variations on this code. Moreover, these variants are found in different evolutionary lineages and consist of different translations of a few codons.

The CUG codon, usually translated as leucine , corresponds to the serine 2 in many species of fungi Candida 3 .

Many species of green algae of the genus Acetabularia use stop codons UAG and UAA to encode glycine .

Many ciliates like Paramecium tetraurelia , Tetrahymena thermophila or Stylonychia 4 lemnae use codons UAG and UAA to code for glutamine instead of stop. UGA is the one stop codon used by these cells.

The ciliate Euplotes octocarinatus uses the codon UGA to encode cysteine, leaving UAG and UAA as stop signs.

In the three kingdoms of life , we sometimes find a twenty-first amino acid, selenocysteine , encoded by the UGA codon (normally a stop codon).

In archaea and eubacteria , a twenty-second amino acid, pyrrolysine is sometimes met, encoded by UAG (also usually a stop codon).

The first amino acid incorporated (determined by the start codon AUG) is a methionine in most eukaryotes , more rarely a valine (in some eukaryotes ), and formyl-methionine in most prokaryotes . In addition, this codon is GUG or GUU sometimes in some prokaryotes.

We therefore believe that life today originally had a smaller number of amino acids. These amino acids have been modified and have seen their numbers increase (by a phenomenon similar to the formation of sélénocytéine and pyrrolysine derived from serine and lysine, respectively, modified as they are on their transfer RNA on the ribosome .) These new amino acids were then used a subset of transfer RNAs and their associated coding. Maybe we notice signs of this phenomenon with glutamine , which in some bacteria, derived from glutamate still attached to its tRNA.

Another exception: the code is sometimes ambiguous. For example, the codon UGA is in the same organism ( Escherichia coli , for example) sometimes code for the 21st amino acid mentioned above ( selenocysteine ) or "stop".


Ver el vídeo: Ejemplo de redundancia del código genético (Septiembre 2022).