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Tasa de error enzimático

Tasa de error enzimático


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Soy consciente de que cada enzima genera una cierta cantidad de malos productos. Esto está bien documentado, por ejemplo, para la ADN polimerasa.

Me interesan las enzimas que intervienen en los procesos bioquímicos, por ejemplo, la metiltransferasa, la oxidorreductasa, la carboxilasa, etc. Estuve buscando cualquier referencia que pudiera informar la tasa de error o la cantidad de producto incorrecto para cualquiera de estas enzimas, pero no tuve éxito.

¿Alguien conoce una referencia que informe la tasa de error o cualquier otra información sobre el mal producto generado por estas enzimas?

EDITAR

Intentaré aclarar un poco mejor mi pregunta. Supongamos que estamos considerando una enzima que agrega un grupo metilo a una molécula, podemos elegir ácido propiónico, por ejemplo. En teoría, el producto correcto se derivaría de la adición de un metilo al C3. Para el estudio de bioquímica sabemos que la energía de activación es disminuida por una enzima, por ejemplo, al orientar las moléculas de la manera correcta para reaccionar con la segunda molécula. Por lo tanto, si la enzima en cuestión no puede orientar la molécula de la manera correcta, existe una cierta probabilidad de que se produzca un mal producto. Por ejemplo, el grupo metilo podría agregarse al C2 y no al C3. Ahora. la probabilidad de que se produzca este proceso es bastante baja, pero no se puede descartar que suceda. Mi pregunta es, si se sabe algo sobre este tipo de tasas de error en los diferentes tipos de enzimas.

Espero que esto aclare un poco las cosas

EDITAR 2

Consideremos la siguiente imagen que se tomó de aquí.

En B se puede ver la interacción del sitio activo de la enzima con un sustrato (por ejemplo, no importa si es el sustrato real o un inhibidor). Yo diría que entre todas las posibles interacciones que este sitio activo puede realizar con sustratos hay algunas mucho más probables que otras. Se podría crear un gráfico hipotético considerando la energía libre del complejo enzima-sustrato, cuanto mayor es la energía libre, menor es la estabilidad. Por lo tanto, entre todas las posibles combinaciones enzima-sustrato, tendremos pocas posibilidades que tengan una baja energía libre. En primer lugar encontraremos el sustrato "correcto", luego encontraremos eventuales competidores y otras moléculas que tengan características químicas similares a las del sustrato. Aunque con baja probabilidad, ocurrirá esta interacción, enzima-competidores. Esto podría llevar a la formación de un "producto no deseado" al que me referí en mi pregunta como "producto incorrecto".

Me interesa leer algún artículo que esté considerando este fenómeno y también cuantifique su tasa. También tengo curiosidad por saber si este fenómeno puede ocurrir con diferentes velocidades en diferentes enzimas.


Primero, es importante definir qué es realmente un error. Lo que usted llama producto inadecuado es en realidad un producto adecuado para un sustrato diferente. La enzima tiene una baja especificidad; pero no dirás que la hexoquinasa es propensa a errores porque tiene una amplia especificidad de sustrato. La pregunta es: ¿es fundamental la especificidad?

Volviendo al ejemplo de la ADN polimerasa, debe tener en cuenta que la ADN polimerasa solo agrega un nucleótido a la cadena de ADN. Aquí, la hebra de ADN molde actúa como una coenzima y es el ADN molde el que proporciona especificidad a la reacción. En este caso, la especificidad es realmente crítica y existen mecanismos que ayudan a garantizarlo.

Otras enzimas también cometen errores y la probabilidad de cometer errores depende de diferentes parámetros. Tomemos el ejemplo de las enzimas de restricción que se supone que cortan en un sitio específico. Cuando se pierde esta especificidad, decimos que la enzima muestra una "actividad estrella", es decir, una escisión no específica. Esto depende de diferentes parámetros como la composición del tampón, la concentración de enzimas, etc.

En general, se proporciona especificidad debido a la alta afinidad de unión hacia una molécula en comparación con la otra. Estas reacciones de unión son de segundo orden: un sustrato de alta afinidad se unirá a la enzima incluso a una concentración baja; sin embargo, si aumenta la concentración del sustrato de baja afinidad o la enzima, en algún momento la velocidad de unión puede ser lo suficientemente significativa como para crear un producto "incorrecto".

A veces, hay casos en los que la enzima puede unirse a un sustrato incorrecto pero no puede crear un producto. Este es el caso típico de un inhibidor competitivo. También es posible que una determinada molécula sea buena para unirse, pero la tasa de conversión es más lenta.

Para concluir, este tipo de "errores" ocurren con muchas enzimas, pero es muy crítico en el caso de la polimerización del ADN. Puede obtener información sobre la actividad estrella de las enzimas de restricción (solo busque en Google).


Rubisco es una enzima que interviene en el proceso bioquímico de fijación de carbono en la fotosíntesis, pero también tiene un error económicamente importante (fotorrespiración) que incorpora la molécula equivocada (oxígeno) en RuBP, desperdiciando así la energía captada por la planta y produciendo tóxicos aguas abajo. productos.

La tasa de error de Rubisco en la fijación de carbono varía de aproximadamente 1:10 a 1:80.


Chris está aquí, las polimerasas están generando secuencias, las enzimas sobre las que preguntas hacen un solo tipo de reacción, por lo que estarías evaluando su actividad, no su fidelidad. Un buen recurso que he encontrado para buscar datos de control de calidad para enzimas como estas son solo los insertos del producto del fabricante. NEB, por ejemplo, generalmente parece proporcionar suficientes datos de control de calidad en mi opinión. Por ejemplo:

https://www.neb.com/~/media/Catalog/All-Products/B2D1E3A4F480489EAD7A1CD43E164DA0/Datacards%20or%20Manuals/M0233Datasheet-Lot0031209-1.pdf


Dado que las reacciones químicas se rigen por la física cuántica, hay una gran cantidad de productos que pueden surgir al mezclar varias moléculas de múltiples átomos. Y todos ellos tendrán una probabilidad de ocurrencia distinta de cero. Pero esta probabilidad es extremadamente baja a temperaturas normales, por lo que no ve esos productos.

Las enzimas reducen la energía de activación y, por lo tanto, aumentan la posibilidad de reacción, pero solo para ciertas sustancias y productos (la posición espacial de los reactivos puede influir en el resultado). En el caso de la replicación del ADN, cuando se inserta un nucleótido incorrecto, sucede porque el complejo enzima / nucleótido molde no tiene suficiente especificidad. Los 4 nucleótidos tienen una probabilidad bastante alta de participar en la reacción (pero los errores todavía son del orden de $ 10 ^ {- 6} $ y menos).


ADN polimerasa

A ADN polimerasa es un miembro de una familia de enzimas que catalizan la síntesis de moléculas de ADN a partir de nucleósidos trifosfatos, los precursores moleculares del ADN. Estas enzimas son esenciales para la replicación del ADN y generalmente trabajan en grupos para crear dos dúplex de ADN idénticos a partir de un solo dúplex de ADN original. Durante este proceso, la ADN polimerasa "lee" las cadenas de ADN existentes para crear dos nuevas cadenas que coinciden con las existentes. [1] [2] [3] [4] [5] [6] Estas enzimas catalizan la reacción química

La ADN polimerasa agrega nucleótidos a los tres extremos primarios (3 ') de una hebra de ADN, un nucleótido a la vez. Cada vez que una célula se divide, se requieren ADN polimerasas para duplicar el ADN de la célula, de modo que se pueda pasar una copia de la molécula de ADN original a cada célula hija. De esta forma, la información genética se transmite de generación en generación.

Antes de que pueda tener lugar la replicación, una enzima llamada helicasa desenrolla la molécula de ADN de su forma de tejido apretado, rompiendo en el proceso los enlaces de hidrógeno entre las bases de los nucleótidos. Esto abre o "descomprime" el ADN de doble hebra para dar dos hebras simples de ADN que pueden usarse como plantillas para la replicación en la reacción anterior.


# 74 Identificando fuentes de error

Es muy importante comprender la diferencia entre errores experimentales y "errores". Un error es algo que hace incorrectamente, como leer mal la escala de un termómetro, tomar una lectura en el momento equivocado o no vaciar completamente una pipeta graduada. Hacer no refiérase a estos tipos de errores cuando se le pida que comente sobre errores experimentales.


Ya has visto, en publicación # 70 , que cada instrumento de medición tiene su propio grado de incertidumbre incorporado en los valores que lee. Quizás recuerde que, en general, el tamaño del error es la mitad del valor de la división más pequeña de la escala.

Los errores también pueden ocurrir si hay variables no controladas que afectan sus resultados. Por ejemplo, si estuviera investigando el efecto del área foliar en la tasa de transpiración y la temperatura en el laboratorio aumentó mientras realizaba su experimento, entonces no puede estar seguro de que todas las diferencias en la tasa de transpiración se debieron enteramente a diferencias en el área foliar.

Errores sistemáticos y aleatorios

Errores sistemáticos son los que son los mismos a lo largo de su investigación, como errores intrínsecos en los instrumentos de medición que estaba utilizando.

Errores aleatorios son los que pueden diferir a lo largo de su investigación. Por ejemplo, podría estar haciendo una investigación de ósmosis usando tiras de papa tomadas de diferentes partes de una papa, donde quizás las células en algunas partes tenían un mayor potencial hídrico que en otras. O quizás la temperatura de la habitación fluctuaba hacia arriba y hacia abajo.

Detectar las fuentes importantes de error

Debería poder distinguir entre errores importantes y errores insignificantes. Por ejemplo, un cambio en la temperatura ambiente podría tener un efecto significativo en la tasa de transpiración (Investigación 4) pero no tendría ningún efecto en la cantidad de estomas en la superficie superior e inferior de una hoja (investigación 3).

Otra cosa a considerar es qué tan bien se ha controlado una variable. Si estuviera realizando una investigación enzimática utilizando un baño de agua para controlar la temperatura, entonces debería intentar ser realista al estimar cuánto podría haber variado la temperatura. Si estaba usando un baño de agua de alta calidad controlado electrónicamente, entonces probablemente no varió mucho, pero si estaba usando un vaso de precipitados y un mechero Bunsen, es probable que las variaciones de temperatura pudieran ser significativas.

Consejos

Durante tu curso:

& # 8226 Cada vez que hagas una investigación, calcula y anota la incertidumbre en todos los tipos de medidas que realizas.
& # 8226 Cada vez que realice una investigación, piense detenidamente sobre cualquier error que pueda producirse por falta de control de las variables, ¡cuáles podrían ser realmente importantes!

En el examen:

& # 8226 Si le preguntan sobre una investigación que le parece familiar. Es tentador intentar recordar cuáles fueron los principales errores en la investigación que realizó antes. Esta no es una buena idea, porque la investigación en el examen puede no ser la misma. Piense siempre en la investigación real en la pregunta de examen y pensar bien cuáles son las fuentes importantes de error.

Sugerir mejoras

Es posible que se le pida que sugiera cómo se podría mejorar la investigación que acaba de realizar o una investigación que se ha descrito. Sus mejoras deben tener como objetivo obtener resultados más válidos o confiables para la pregunta que la investigación estaba tratando de responder; no sugiera mejoras que significarían que ahora estaría tratando de responder una pregunta diferente. Por ejemplo, si estuviera realizando una investigación para investigar el efecto de área foliar en la tasa de transpiración, no sugiera hacer algo para averiguar el efecto de la velocidad del viento en la tasa de transpiración.

Las mejoras que sugiere podrían incluir controlar ciertas variables que no fueron controladas o controlarlas de manera más efectiva. Por ejemplo, puede sugerir que la investigación podría mejorarse controlando la temperatura. Para ganar una marca, también debes decir cómo lo controlaría, por ejemplo, colocando juegos de tubos de ensayo en un baño de agua controlado termostáticamente.

También puede sugerir el uso de mejores métodos de medición. Por ejemplo, podría sugerir usar un colorímetro para medir la profundidad del color, en lugar de usar sus ojos y una escala de colores.

Casi siempre es una buena idea hacer varias repeticiones en su investigación y luego calcular una media de sus resultados. Por ejemplo, si está midiendo el efecto de la intensidad de la luz en la tasa de transpiración, entonces podría tomar tres conjuntos de lecturas para el volumen de agua absorbido por su brote frondoso en un minuto a una intensidad de luz particular. Es más probable que la media de estos resultados le dé el valor real de la tasa de transpiración que cualquier resultado individual.

Consejos

Durante tu curso:

& # 8226 Si el tiempo lo permite, intente hacer al menos dos (y posiblemente tres) repeticiones cuando realice una investigación.
& # 8226 Al hacer una investigación, piense todo el tiempo en cuán confiables o precisas son sus mediciones y lecturas. Piense en lo que le gustaría poder hacer para mejorar su confiabilidad o precisión.

En el examen:

& # 8226 Sea muy preciso al sugerir cómo podría mejorar la investigación; por ejemplo, no solo diga que controlaría una variable en particular, sino que diga cómo la controlaría.


RESULTADOS

  1. La enzima catalasa inicia la reacción catabólica del peróxido de hidrógeno del sustrato que se descompone en agua y oxígeno.
  1. Los factores probados para determinar su efecto en esta reacción son el área de superficie, la temperatura, el pH y la reutilización de materiales. El área de la superficie hizo que la reacción fuera más rápida, la temperatura aumentó la reacción hasta que comenzó a desnaturalizar las enzimas, cuando el pH se volvió más ácido, desnaturalizó muchas de las enzimas e hizo que la reacción fuera mucho más lenta, y cuando el pH se volvió más básico, desnaturalizó algunas de las enzimas. enzimas y solo disminuyó ligeramente la velocidad de reacción.
  2. Una posible explicación de la diferencia entre la velocidad de reacción del hígado y la papa es que la papa contiene menos enzima catalasa.
  3. El H2O2 puede descomponerse mediante catalizadores distintos de los que se encuentran en los sistemas vivos, como se demuestra en el procedimiento A.
  4. Si bien es difícil estar seguro de si el experimento cambiaría si se usara el hígado de un perro en su lugar, si asumimos que la temperatura óptima del hígado que se usó fue de 37 grados, entonces la temperatura óptima habría sido 3 grados más alta.
  5. Como se puede determinar a partir de los resultados de laboratorio, la catalasa es reutilizable ya que en la parte C el hígado reutilizado todavía tuvo una reacción que estuvo casi al mismo nivel que la del hígado no utilizado. Además, un catalizador, por definición, no es un reactivo ni un producto, lo que significa que no se agota en la reacción.
  6. El gráfico muestra la disminución de energía necesaria para iniciar una reacción una vez que se agrega una enzima a la reacción.

El método científico

Como científicos, los biólogos aplican el método científico. La ciencia no es simplemente una lista de hechos, sino un enfoque para comprender el mundo que nos rodea. Es el uso del método científico lo que diferencia a la ciencia de otros campos de estudio que intentan mejorar nuestra comprensión del mundo.

El método científico es un enfoque sistemático para la resolución de problemas. Aunque algunos argumentan que no hay un solo método científico, sino una variedad de métodos, cada uno de estos enfoques, ya sean explícitos o no, tienden a incorporar algunos pasos fundamentales: observar, cuestionar, formular hipótesis, predecir, probar e interpretar los resultados de la investigación. prueba. A veces, la distinción entre estos pasos no siempre es clara. Este es particularmente el caso de las hipótesis y predicciones. Pero para nuestros propósitos, diferenciaremos cada uno de estos pasos en nuestras aplicaciones del método científico.

Ya está familiarizado con los pasos del método científico de experiencias de laboratorio anteriores. Deberá utilizar su conocimiento del método científico en el laboratorio actual para crear hipótesis para cada experimento, diseñar un protocolo para probar su hipótesis y analizar los resultados. Dentro del proceso de experimentación será importante identificar la variable independiente, la variable dependiente y las variables estandarizadas para cada experimento.


La cinética de la acción enzimática (con diagrama)

En la mayoría de los casos, la asociación de la enzima con el sustrato es tan fugaz que el complejo es extremadamente difícil de detectar.

Sin embargo, ya en 1913, L. Michaelis y M. L. Menten postularon la existencia de este complejo transitorio.

Sobre la base de sus observaciones con la enzima invertasa, que cataliza la hidrólisis de sacarosa a glucosa y fructosa, propusieron que las reacciones catalizadas por enzimas se caracterizaban por una secuencia de fases que involucra:

(1) La formación de un complejo (ES) entre la enzima (E) y el sustrato (S)

(2) La modificación del sustrato para formar el producto (P) o productos, que permanecen brevemente asociados con la enzima (EP) y

(3) La liberación del producto o productos de la enzima, es decir,

En esta ecuación, se supone que la combinación de enzima y sustrato es reversible es la constante de velocidad para la formación de ES (las dimensiones de la constante de velocidad son segundos-1), y k2 es la constante de velocidad para la disociación de ES. Después de que se forma el complejo ES, S se convierte en P con la constante de velocidad k3. Mientras la concentración de P permanezca insignificante (como sería al comienzo de la catálisis) o si P se elimina rápidamente de alguna manera del sistema, entonces no es necesario considerar el flujo inverso insignificante de E + P a ES .

La figura 8-4 representa la relación que existe entre la concentración de sustrato y la velocidad a la que aparecen los productos de reacción para reacciones catalizadas por enzimas de este tipo. La curva describe la tasa inicial de formación de producto a una concentración de enzima fija cuando se varía la concentración de sustrato en ensayos sucesivos.

A bajas concentraciones de sustrato, la velocidad inicial de la reacción (es decir, v0) es directamente proporcional a la concentración de sustrato (es decir, sigue una cinética de primer orden). Sin embargo, a medida que aumenta la concentración de sustrato, la velocidad de reacción se estabiliza, acercándose a un valor máximo.

A esta alta concentración de sustrato, la velocidad de reacción está limitada por la cantidad de tiempo requerido para convertir el sustrato unido (es decir, ES) en producto (P) y enzima libre (E). La curva ahora sigue una cinética de orden cero. La curva de la figura 8-4 se denomina curva de Michaelis-Menten y, para una reacción catalizada por enzima idealizada, es una hipérbola rectangular.

A Michaelis y Menten también se les atribuye el primer estudio matemático de la relación entre la concentración de sustrato y las velocidades de reacción. Introdujeron dos expresiones matemáticas particularmente útiles que para cualquier enzima relacionan [S] con V (velocidad) y permiten comparaciones rápidas de varias reacciones catalizadas por enzimas. Las dos expresiones ahora se denominan constante de Michaelis-Menten y ecuación de Michaelis-Menten. Se derivan de la siguiente manera.

[S] = la concentración de sustrato libre, S (Podemos suponer que la cantidad de sustrato disponible es tan grande que la cantidad combinada con la enzima puede ignorarse en comparación. Por lo tanto, la concentración de sustrato total y la concentración de sustrato libre son las mismas )

[MI]T = la concentración total de enzima, E

[E] = la concentración de enzima libre (que no forma un complejo con el sustrato)

[ES] = la concentración del complejo enzima-sustrato (debido a que se supone que la cantidad total de enzima presente es muy pequeña en comparación con la cantidad total de sustrato, una proporción significativa de la enzima total puede estar involucrada en el complejo ES. , se garantizan términos separados para las concentraciones de enzima total y libre)

[P] = la concentración de producto, P.

La concentración total de enzima viene dada por:

La razón de constantes dada en la ecuación 8-22 puede igualarse a una nueva constante, KMETRO, que es la constante de Michaelis-Menten. Por tanto, la constante de Michaelis-Menten es una constante que relaciona las concentraciones en estado estacionario de enzima, complejo enzima-sustrato y sustrato.

Cada reacción catalizada por enzimas revela una característica KMETRO valor, y este valor es una medida de la tendencia de la enzima y el sustrato a combinarse entre sí. En este sentido, la KMETRO El valor es un índice de la afinidad de la enzima por su sustrato particular.

Algún representante KMETRO los valores se dan en la Tabla 8-2. Cabe destacar que cuanto mayor es la afinidad de una enzima por su sustrato, menor es la KMETRO valor. Esto se debe a que la KMETRO El valor es numéricamente igual a la concentración de sustrato a la que la mitad de las moléculas de enzima están asociadas con el sustrato (es decir, en la forma ES).

Las relaciones derivadas anteriormente se basan en reacciones en las que una sola molécula de sustrato se une a la enzima. Sin embargo, también se aplican en situaciones en las que más de un sustrato está unido a la enzima, siempre que las concentraciones de todas las especies de sustrato menos una se mantengan constantes o no limiten la velocidad (es decir, presente en gran exceso).

Por ejemplo, incluso los estudios pioneros de Michaelis y Menten involucraron una reacción bimolecular catalizada por enzimas. Emplearon la enzima invertasa, que forma un complejo con una molécula de sacarosa y una molécula de agua y libera glucosa y fructosa como productos. Sin embargo, en esta reacción (como en casi todas las hidropas), la concentración de agua permanece prácticamente inalterada durante el curso de la reacción.

Ktu los valores rara vez se determinan usando la relación dada en la ecuación 8-22, porque la concentración de enzima-sustrato [ES] no se puede medir fácilmente. Se pueden realizar algunas manipulaciones matemáticas adicionales para convertir la ecuación 8-22 en una forma más útil.

Como se ve en la Figura 8-4, la velocidad de reacción inicial aumenta con la concentración de sustrato hasta que la concentración de enzima se vuelve limitante, y en ese momento, la velocidad de reacción inicial se acerca a un valor máximo (es decir, Vmax). Esto ocurre porque casi toda la enzima se mantiene en forma ES. Por lo tanto, [ES] será igual a [E]Ty k3[MI]T corresponde a Vmax.

Sustituyendo Vmax tenedor3[MI]T en la ecuación 8-27, obtenemos

La ecuación 8-28 es la ecuación de Michaelis-Menten. A partir de esta ecuación, se puede ver que cuando la concentración de sustrato es numéricamente igual a la KMETRO valor de la enzima, entonces la velocidad de reacción es igual a la mitad del valor máximo. Por ejemplo, si [S] y Kmetro son iguales a 3, entonces la ecuación 8-27 se simplifica a

En consecuencia, la constante de Michaelis-Menten para una enzima puede determinarse a partir de la concentración de sustrato a la que la velocidad de reacción avanza a la mitad de su valor máximo (figura 8-5).

De lo anterior, podemos concluir que la velocidad máxima de una reacción catalizada por enzima depende de la afinidad entre la enzima y su sustrato (es decir, la KMETRO valor). Cuanto mayor sea la KMETRO valor es, menor es la afinidad de la enzima por el sustrato y menor es la KMETRO valor, mayor será la afinidad.

En muchos casos, el mismo sustrato puede entrar en cualquiera de las diferentes reacciones catalizadas por enzimas que ocurren en las células. Cuál de las reacciones alternativas predomina en la célula depende en parte de la KMETRO valores de las respectivas enzimas y la concentración de sustrato disponible.

A concentraciones de sustrato muy bajas, la reacción específica catalizada por la enzima con el K más bajoMETRO dominará, mientras que a concentraciones más altas de sustrato, la reacción catalizada por la enzima que tiene el mayor KMETRO el valor puede dominar (si hay suficiente enzima presente).

Por lo tanto, cuál de varias rutas metabólicas diferentes es realmente seguida por el sustrato inicial en el curso de una serie de reacciones catalizadas por enzimas puede regularse controlando la cantidad de sustrato disponible. La relación entre la velocidad de reacción y la concentración de sustrato para dos enzimas que actúan sobre el mismo sustrato se muestra en la Figura 8-6.

Para obtener la KMETRO valor de una enzima experimentalmente, es necesario determinar v0 para una serie de concentraciones de sustrato. En la práctica, la evaluación de KMETRO de una gráfica similar a la de la Figura 8-6 es difícil, porque el valor exacto de Vmax no se puede determinar. Esto se debe a que la curva es una hipérbola rectangular que se acerca a Vmax asintóticamente. En 1934, H. Lineweaver y D. Burk introdujeron una forma diferente de la ecuación de Michaelis-Menten (8-28) que simplifica la determinación de KMETRO a partir de valores obtenidos experimentalmente de [S] yv0. De esta forma, los datos adquiridos se utilizan para construir una línea recta en lugar de una hipérbola. Al tomar la inversa de la ecuación 8-28 obtenemos

Los términos ahora están organizados en la forma de la ecuación general de una línea recta, y = ax + b, en la que a es la pendiente de la línea y b es la intersección en el eje y. Por tanto, para la ecuación 8-31, 1 / v0 sirve como eje y y 1 / [S] como eje x. En consecuencia, la intersección con el eje y será 1 / vmax, la pendiente será KMETRO/ Vmax, y la intersección con x será -1 / KMETRO. El gráfico que muestra esta relación (conocido como gráfico recíproco doble) se presenta en la Figura 8-7.


TRATAMIENTOS DE LIBROS DE TEXTO

Al derivar la ecuación de Michaelis-Menten, todos los libros de texto enfatizan suficientemente que s0 debe ser mayor que mi0 para satisfacer la aproximación de que la concentración de sustrato, s, siempre es igual s0. Sin embargo, con respecto a la cinética de inhibición, este mismo requisito previo con respecto a las concentraciones de inhibidor parece postularse tácitamente al derivar la ecuación de velocidad, en la que la concentración de inhibidor, I, se expresa como su concentración inicial, I0. Este tratamiento ignora el hecho de que parte del inhibidor está presente como complejo enzima · inhibidor. Por ejemplo, I0, no I, se utiliza para determinar un valor para la constante de inhibición KI utilizando enfoques gráficos como un diagrama de Dixon (1 / ν versus I), y el estudiante debe ser consciente de que I0 = I es una aproximación. En cinética transitoria, que se enseña a los estudiantes en cursos avanzados, es posible que las concentraciones de enzima no siempre sean lo suficientemente bajas para satisfacer la aproximación que I = I0. En los libros de texto de enzimología que hemos leído, no se presta atención a la discrepancia entre I0 y I cuando se deriva la ecuación para una gráfica de Dixon.


Comparación de la tasa de error durante la reacción en cadena de la polimerasa por la ADN polimerasa

A medida que los proyectos de clonación a gran escala se vuelven más frecuentes, existe una necesidad creciente de comparaciones entre las ADN polimerasas de alta fidelidad utilizadas para la amplificación por PCR. Todas las polimerasas comercializadas para aplicaciones de PCR son probadas por los proveedores para determinar sus propiedades de fidelidad (es decir, determinación de la tasa de error), y numerosos informes de la literatura han abordado la fidelidad de la enzima de PCR. No obstante, a menudo es difícil hacer comparaciones directas entre diferentes enzimas debido a las numerosas diferencias metodológicas y analíticas de un estudio a otro. Hemos medido las tasas de error para 6 ADN polimerasas que se utilizan comúnmente en aplicaciones de PCR, incluidas 3 polimerasas que se utilizan normalmente para aplicaciones de clonación que requieren alta fidelidad. Los valores de medición de la tasa de error informados aquí se obtuvieron mediante secuenciación directa de productos de PCR clonados. La estrategia empleada aquí permite interrogar la tasa de error en un espacio de secuencia de ADN muy grande, ya que se utilizaron 94 dianas de ADN únicas como plantillas para la clonación por PCR. Las seis enzimas incluidas en el estudio, Taq polimerasa, AccuPrime-Taq High Fidelity, KOD Hot Start, polimerasa Pfu clonada, Phusion Hot Start y Pwo polimerasa, encontramos las tasas de error más bajas con las polimerasas Pfu, Phusion y Pwo. Las tasas de error son comparables para estas 3 enzimas y son & gt10 veces más bajas que la tasa de error observada con la polimerasa Taq. Se informan los espectros de mutación, y las 3 enzimas de alta fidelidad muestran tipos de mutaciones muy similares. Para estas enzimas, predominan las mutaciones de transición, observándose poco sesgo para el tipo de transición.

Cifras

Imágenes representativas de electroforesis en gel de agarosa ...

Imágenes representativas de electroforesis en gel de agarosa de productos de amplificación por PCR de 24 ...


Cinética de las reacciones enzimáticas | Bioquímica

Un catalizador, ya sea químico o biológico, actúa aumentando la velocidad de las reacciones. Ahora examinaremos la cinética de las reacciones enzimáticas. La velocidad de una reacción enzimática generalmente se sigue midiendo la cantidad de sustrato transformado por unidad de tiempo. También se puede registrar la cantidad de producto (o uno de los productos) formado por la reacción.

Por tanto, se recogen muestras de la mezcla de reacción en diferentes momentos y se realizan titulaciones por métodos químicos, cromatográficos, colorimétricos o manométricos según cada caso.

A veces se pueden utilizar técnicas de análisis continuo, en particular métodos espectrofotométricos (por ejemplo, se pueden registrar las variaciones de densidad óptica a una longitud de onda dada si la reacción es adecuada para ello, que es especialmente el caso con NAD o NADP deshidrogenasas) o métodos titrimétricos ( por ejemplo, las variaciones de pH se producen y las fluctuaciones durante la reacción pueden equilibrarse mediante la adición continua de una base o un ácido, adición que puede controlarse automáticamente mediante un medidor de pH).

La actividad enzimática se puede expresar de varias formas:

1. La unidad enzimática es la cantidad de enzima que cataliza la transformación de 1 micromol de sustrato en un minuto, a 25 ° en condiciones óptimas de pH y concentración de sustrato (pero en ciertos casos un milimol o un miligramo de sustrato transformado por minuto , también se utilizan).

2. La relación entre el número de unidades enzimáticas y la cantidad (generalmente a un mg) de proteína, da la actividad específica (que, obviamente, aumenta a medida que avanza la purificación de la enzima).

3. La actividad molar es el número de moles de sustrato transformado (o producto formado) por mol de enzima por minuto para este modo de expresión se debe tener una enzima altamente purificada de peso molecular conocido.

I. Velocidad inicial de la reacción:

Si la cantidad de sustrato transformado se grafica contra el tiempo, se observa (Fig.2-2) que la primera porción de la curva es una línea recta con pendiente constante, la curva luego se dobla, es decir, la velocidad disminuye y finalmente se vuelve cero cuando todos los el sustrato que se iba a transformar (en función del equilibrio de la reacción) ha desaparecido.

Por lo tanto, es ventajoso medir la velocidad al comienzo de la reacción, cuando solo se ha transformado una pequeña cantidad del sustrato y cuando las cantidades de productos de reacción son lo suficientemente pequeñas como para que la reacción inversa sea insignificante (en la práctica, un gran exceso de se agrega sustrato) la pendiente es entonces máxima y la velocidad inicial de la reacción (v0) puede ser determinado.

La velocidad de reacción (v) en un momento dado (t) es d [P] / dt (donde P es la cantidad de producto formado en la reacción). Se puede determinar midiendo el ángulo de la tangente a la curva en el tiempo t. La tangente en el origen da v0, la velocidad inicial de la reacción.

Algunos factores pueden influir en la velocidad de una reacción enzimática.

II. Efecto de la concentración de enzimas sobre la cinética:

Si se realizan varios experimentos con cantidades crecientes de enzimas, se observa que después de un tiempo dado (t1), la cantidad de sustrato transformado es mayor cuando hay más enzima presente, siempre que una permanezca en la parte de la línea recta de la curva (es decir, siempre que se midan las velocidades iniciales en cada experimento) por el contrario, en el tiempo t2, la proporcionalidad entre la velocidad y la concentración de enzima cesa (ver fig. 2-3 A).

The variation of initial velocity can also be plotted against enzyme con­centration (after carrying out several experiments with increasing enzyme concentrations): it is observed that within certain limits, initial velocity is proportional to enzyme concentration (see fig 2-3 B) theoretically, for high enzyme concentrations, the velocity curve should bend and velocity should become constant, but in general this phenomenon is not observed because of the limitation imposed by the solubility of protein macromolecules (a 0.01 M solution of a protein of molecular weight 100 000 would require a solution of 1000 g/liter) therefore, in the curve of figure 2-3 B, the plateau is not reached although — the enzyme is a molecule which reacts with the substrate and one would expect that it would influence reaction velocity in the same manner as the substrate (see fig. 2-4).

The curve of figure 2-3 B shows that reaction velocity is nil when enzyme concentration is nil but it was said earlier that enzymes catalyze reactions which could proceed even in their absence and sometimes with appreciable velocities.

While studying velocity as a function of enzyme concentration, it is usual to carry out a “control” or “blank” test without the enzyme the values obtained at different times in this blank test are subtracted from the values observed under various enzyme concentrations. The curve obtained with these corrected values represents exclusively the result of the enzymatic action, (and v = 0 for [E] = 0 is therefore justified).

The proportionality between reaction velocity and enzyme concentration has important practical applications because it enables the estimation of the relative concentrations of a given enzyme in cell homogenates without the necessity of purifying the enzyme.

One has, on the one hand, v = Const. X [E], and on the other hand v = [P]/t, therefore:

If the same time is used to study the reaction, t is a constant and the product t X Const., i.e., the product of two constants will give another constant (which may be denoted by C). In these conditions enzyme concentration is therefore directly proportional to the quantity of product formed ([E] = [P]/C).

Let us consider for example, a homogenate which can yield x mg of P in a given time if another homogenate can yield 2x mg of P in the same time, we conclude that it contains twice the quantity of enzyme catalysing the formation of P.

Such measurements of relative enzyme concentrations are carried out sys­tematically (on blood for example) in clinical laboratories, because certain variations enable the diagnosis of a pathological condition.

In research laboratories, these determinations often represent the initial tests carried out while studying the regulation of the biosynthesis of an enzyme. It must be noted however, that the increase of active enzyme concentration can be due to either an increased synthesis of enzyme or an activation of the pre-existing enzyme molecules.

III. Effect of Substrate Concentration on Kinetics:

If enzyme concentration is maintained constant while substrate concentra­tion [S] is varied, a rapid increase of velocity is observed first but if [S] continues to increase, the curve bends and for higher values of [S], velocity ceases to increase and tends asymptotically to a maximum value (Vmax), as can be seen in figure 2-4.

1. Enzyme-Substrate Complex:

For a better understanding of the changes taking place when substrate and enzyme concentrations are varied, one must study in more details the reaction catalyzed by an enzyme.

When this reaction is written (admitting of course, that there can be more than one substrate and more than one product), we get the false impression that the enzyme will modify the velocity of this reaction by its mere presence in the medium.

But in reality it par­ticipates in the reaction by forming transitorily a specific enzyme-substrate complex. The existence of such complexes was suggested early this century, but it is only about thirty years later that their reality could be proved, first in the case of the peroxidase of horseradish (whose porphyrin prosthetic group has a characteristic absorption spectrum which is modified during the forma­tion of the complex with the substrate), then for other enzymes, by various methods, using physicochemical techniques like the study of visible or ultraviolet absorption spectra, fluorescence, nuclear magnetic resonance etc. or by equilibrium dialysis.

The modes of interactions between the 2 partners of the complex are now determined very accurately by X-ray diffraction analysis of crystals of enzyme-substrate complexes.

The basic reaction describing the enzymatic catalysis is written:

This representation is valid for the initial period of the reaction when con­centration of P is sufficiently low for the reverse reaction to be neglected. The quantity of P formed will depend directly on the E —S complex concentration so that one is led to study the variations of E — S concentration as a function of the increase of [S]. Posing the problem in this manner, it is clear that in the beginning, if [S] increases, [E-S] will also increase and reaction velocity will therefore increase.

But if [S] further increases, it is obvious that [E – S] cannot continue to increase beyond a certain maximum value which depends on the quantity of enzyme available. [E] becomes the limiting factor of the formation of the E —S complex, and an increase of [S] ceases to affect v: the plateau is reached (see fig. 2-4).

2. Michaelis-Menten Equation:

These two authors carried out a satisfactory quantitative study of the varia­tions of the velocity of an enzymatic reaction as a function of substrate concentra­tion.

This study is based on the representation:

and on the fact that equilibrium between E, S and E — S is a rapid process compared to the reaction E — S → E + P (which therefore controls the velocity of the enzymatic reaction).

For the study of the velocity of a reaction, the Menten-Michaelis equation offers the advantage that it is not necessary to know either [E] or [E — S], concentrations which are often difficult to deter­mine (and which were even more so in 1913 at the time of these two authors).

As mentioned above, the velocity of the enzymatic reaction is proportional to the E —S complex concentration, therefore v = k3 [E—S]. As for the maximum velocity (V max), it is observed for a substrate concentration such that the entire enzyme is bound to the substrate the maximum value of [E — S] is equal to the total enzyme concentration [ET]: Vmax — k3 [ET].

We can write:

The equilibrium constant or Michaelis constant for the dissociation of the complex E — S is:

where [E] is the free enzyme concentration, equal to [ET] — [E — S], Substitut­ing [E] by this value, we can write:

This may be written in the form:

It may be noted that, having determined experimentally the variations of v as a function of [S], one can use the Michaelis-Menten equation to obtain the value of Vmax and calculate Kmetro.

The knowledge of enzyme concentration is not necessary Kmetro can therefore be determined on incompletely purified prepara­tions. If for a given substrate, an identical Kmetro is found in two preparations, it may be assumed that they contain the same enzyme.

Taking v = Vmax/2, we have:

The Michaelis constant (or equilibrium constant of the dissociation of the E -S complex) is therefore equal to the substrate concentration for which velocity is half the maximum velocity (see fig. 2-4). In general, the Kmetro values range between 10 -2 M and 10 -8 M. It must be noted that Kmetro is a measure of the affinity of the enzyme for its substrate.

The stronger the E — S interaction, the larger the quantity of enzyme combined with its substrate in the form E — S, and the smaller the quantity of free enzyme therefore [E] will be small and [E — S] large consequently, Kmetro will be small.

The affinity of an enzyme for a substrate is equal to 1/Kmetro. If Kmetro is large (a high substrate concentration is therefore required to obtain a velocity equal to Vmax/2), affinity is low if Kmetro is small, affinity is high (a small substrate concentration is sufficient to have a velocity equal to Vmax/2).

Examining the Michaelis-Menten equation written in the form one may note that when [SJ is very large compared to Km, Kmetro can be neglected, and v tends to Vmax. On the contrary, when [S] is very small compared to Kmetro, v is equal to Vmax , which shows that v is proportional to [S].

This does confirm the experimental results represented by the curve of figure 2-4.

Enzymatic catalysis comprises two steps:

1) The formation of E—S which implies the recognition of S by the active site of the enzyme. This first step is characterized by the Kmetro which, as mentioned earlier, is equal to

2) The chemical operation of the decomposition of E – S into E + P.

This second step is characterized by Vmax.

v can be plotted as a function of [S] on the basis of experimental results a branch of an equilateral hyperbola is obtained (figure 2-4). Vmax (at least an approximate value) is obtained for large values of [S].

To determine Kmetro the point Vmax/2 is plotted on the vertical axis and from the corresponding point of the curve a perpendicular is drawn to the horizontal axis. But the value of Vmax being only approximate, the determinations of Vmax/2 and thence Kmetro are rather inaccurate.

Furthermore, a large number of experimental points are needed to trace such a curve, particularly at the low substrate concentrations where precision is not very high. But there is another graphical representation which requires only a small number of experimental points obtained at high substrate concentrations where precision in the determination of initial velocity is much greater.

3. Lineweaver-Burk Representation:

The Michaelis-Menten equation may be written:

The latter form is an equation of the type y = ax + b (where 1/v and 1/[S] are the variables y and x, while Kmetro/Vmax and 1/ Vmax are the constants a and b). Then, by plotting the values of 1/v (the reciprocals of velocities determined experimentally) as a function of 1/[S], we obtain a straight line which — as seen in figure 2-5 — intersects the vertical axis (1/v) at the point 1/Vmax (since 1/[S] = 0, we have 1/v = 1/Vmax).

This straight line intersects the horizontal axis (1/[S]) at the point – 1/Kmetro if 1/v = 0, we have:

This graphical representation is more convenient for determining the Michaelis constant (Kmetro) and the maximum velocity (Vmax) of the reaction for a given enzyme concentration. Moreover, as will be seen later, it permits the distinction between a competitive inhibitor and a non-competi­tive inhibitor.


Reviewmylife

This is an experiment to examine how the concentration of the substrate hydrogen peroxide affects the rate of reaction of the enzyme catalase.

Introducción

This is an A-level biology project. It helped me get an A grade for biology many years ago. The whole project is reproduced here for your reference.

Enzymes such as Catalase are protein molecules which are found in living cells. They are used to speed up specific reactions in the cells. They are all very specific as each enzyme just performs one particular reaction.

Catalase is an enzyme found in food such as potato and liver. It is used for removing Hydrogen Peroxide from the cells. Hydrogen Peroxide is the poisonous by-product of metabolism. Catalase speeds up the decomposition of Hydrogen Peroxide into water and oxygen as shown in the equations below.

Formula:

It is able to speed up the decomposition of Hydrogen Peroxide because the shape of it's active site matches the shape of the Hydrogen Peroxide molecule. This type of reaction where a molecule is broken down into smaller pieces is called an anabolic reaction.

  1. Gas Syringe
  2. Metal Stand
  3. Yeast Catalase
  4. Peróxido de hidrógeno
  5. Test Tubes
  6. Beakers
  7. Test Tube Rack
  8. Stop Watch
  9. Pipeta
  10. Pipette Filler
  11. Tap Water

To test out how the concentration of hydrogen peroxide affects the rate of reaction first set up the apparatus below.

[Aparatus picture not reproduced]

1. Add 2cm3 of yeast to one test tube. Add 4cm3 of hydrogen peroxide solution at a concentration of 20% to the other test tube. Use a pipette to measure out the volumes. It is very important to accurately measure the amounts of Hydrogen Peroxide, Yeast and water to ensure a fair test.

2. Pour the hydrogen peroxide solution into the test tube containing the yeast and immediately put the gas syringe bung on the end of the test tube, at the same time start the stopwatch.

3. Bubbles should start to rise up the tube and the gas syringe will move outwards, as soon as the gas syringe passes the 30cm3 mark stop the stopwatch and note the elapsed time down to the nearest 1/10th of a second.

4. Repeat the experiment with hydrogen peroxide concentrations of 16%, 12%, 10%, 8%, 4% and 0%. The 0% concentration of hydrogen peroxide solution is done as a control solution to show that at 0% concentration no reaction occurs. The different concentrations of Hydrogen Peroxide are made by adding tap water to the 20% Hydrogen Peroxide in the correct amounts. The table below shows what amounts of Hydrogen Peroxide and water are needed to make the solutions.

Concentration Of Hydrogen Peroxide

Volume Of Hydrogen Peroxide (cm3)

20% 4 0 16% 3.2 0.8 12% 2.4 1.6 10% 2 2 8% 1.6 2.4 4% 0.8 3.2 0% 0 4

5. Repeat all the tests at least three times so that an average can be obtained. Repeating the experiments several times will help to produce better and more accurate results as any inaccuracies in one experiment should be compensated for by the other experiments. Note all the results in a table such as the one below.

Hydrogen Peroxide Concentration 0% 4% 8% 10% 12% 16% 20%
Time Taken (Test 1)
Time Taken (Test 2)
Time Taken (Test 3)
Average of the Tests
Índice

The rate can then be worked out by

This gives the rate in cm3 of oxygen produced per second, this is because I am timing how long it takes to produce 30cm3 of oxygen. From these results a graph can be plotted with concentration on the x-axis and time taken on the y-axis.

I am using yeast catalase as opposed to catalase from apples, potatoes or liver because it is easier to get the desired amount of yeast catalase by simply measuring it off. To obtain catalase from a substance such as potato would involve crushing it and with that method you would never be sure of the concentration of the catalase. If the catalase was used up then another potato would have to be crushed and this could produce catalase of a totally different concentration which would lead to inaccuracies in the experiment making this an unfair test.

To ensure this is a fair test all the variables except for the concentration of Hydrogen Peroxide must be kept the same for all the experiments. Variables that must not be altered include:-

Temperature, yeast concentration, type of yeast, batch of yeast, volume of yeast, volume of hydrogen peroxide, air pressure and humidity.

When measuring the volumes of Hydrogen Peroxide, Yeast and Water the measurement should be taken by looking at the scale at an angle of 90 degrees to it to avoid any parallax error.

I predict that as the substrate concentration increases, the rate of reaction will go up at a directly proportional rate until the solution becomes saturated with the substrate hydrogen peroxide. When this saturation point is reached, then adding extra substrate will make no difference.

The rate steadily increases when more substrate is added because more of the active sites of the enzyme are being used which results in more reactions so the required amount of oxygen is made more quickly. Once the amount of substrate molecules added exceeds the number of active sites available then the rate of reaction will no longer go up. This is because the maximum number of reactions are being done at once so any extra substrate molecules have to wait until some of the active sites become available.

I carried out the above experiment and these results were obtained.

Hydrogen Peroxide Concentration 0% 4% 8% 10% 12% 16% 20%
Time Taken (Test 1) 47.3 18.4 17.3 14.5 10.6 9.7
Time Taken (Test 2) 43.3 19 16.7 14.9 11.2 10
Time Taken (Test 3) 52.2 17.2 18.5 11.2 8.6 7.8
Average of the Tests 47.6 18.2 17.5 13.5 10.1 9.2
Rate =30/Average (Cm3/second) 0 0.63 1.65 1.71 2.22 2.97 3.26

All the times are in seconds. The average results are all written down to one decimal place because although the stopwatch gives results to two decimal places it is impossible to get accurate times to two decimal places due to the fact that our reaction times are not fast enough to stop the stopwatch precisely. I then worked out the rates of the reactions with the equation

From these rates I was able to plot a graph of the rate of reaction against concentration of Hydrogen Peroxide.

When the concentration of Hydrogen Peroxide is increased, the rate of reaction increases at a directly proportional rate until the concentration of Hydrogen Peroxide reaches about 16%. If you double the concentration of Hydrogen Peroxide then the rate of reaction doubles as well. When the concentration is doubled from 8-16% the rate goes up from 1.65-2.97 Cm3 Oxygen produced per second, which is an increase of 1.8 times. I would expect the rate to increase two times if the Hydrogen Peroxide concentration is increased two times because there are twice as many substrate molecules which can join onto the enzymes active sites. The reason that the number is less than two times could be put down to the fact that at 16% the Enzyme's active sites may already be close to being saturated with Hydrogen Peroxide. There may also be some experimental error which causes the inaccuracies.

After 16% the increase in the rate of reaction slows down. This is shown by the gradient of the graph going down. At this point virtually all the active sites are occupied so the active sites are said to be saturated with Hydrogen Peroxide. Increasing the Hydrogen Peroxide Concentration after the point of saturation has been reached will not cause the rate of reaction to go up any more. All the active sites are being used so any extra Hydrogen Peroxide molecules will have to wait until an active site becomes available.

The theoretical maximum rate of reaction is when all the sites are being used but in reality this theoretical maximum is never reached due to the fact that not all the active sites are being used all the time. The substrate molecules need time to join onto the enzyme and to leave it so the maximum rate achieved is always slightly below the theoretical maximum. The time taken to fit into and leave the active site is the limiting factor in the rate of reaction.

The diagram below shows what happens.

To help make this experiment more accurate, I repeated it three times and then used the average of all the results to plot a graph with a line of best fit. I tried to keep all the variables except for the concentration of Hydrogen Peroxide the same for all the experiments. However, in reality it is impossible to keep all the variables precisely the same. Por ejemplo:

a) There is a slight delay between pouring the Hydrogen Peroxide into the yeast, putting the bung on and starting the stopwatch. This will slightly affect all the results but as I carried out all the three steps in the same way for all the experiments it should not make any difference to the overall result.

b) It is also impossible to precisely measure out the amounts of Hydrogen Peroxide, Yeast and Water each time. As the scale on the pipettes shows the volume to the nearest mm3 the volume of the solutions that I used should be correct to the nearest mm3. The volume of gas in the test tube to start with is slightly affected by the amount which the bung is pushed down each time, if the bung is pushed down further then the volume in the tube will be less so the 30cm3 of gas is reached faster.

c) Due to the fairly slow speed of our reactions it is only possible to measure the time of the reaction to the nearest 0.1 second even though the stopwatch shows the measurements to the nearest 0.01 second.

The plotted results on the graph produce a straight line of best fit to begin with which then goes into a curve of steadily decreasing gradient. The only anomalies are the results at 8% and 10%. The result at 8% is slightly above the line of best fit and the 10% result is slightly below it. This is probably due to an experimental error involving one of the factors mentioned above.

This experiment could be improved in a number of ways. It could be repeated more times to help get rid of any anomalies. A better overall result would be obtained by repeating the experiment more times because any errors in one experiment should be compensated for by the other experiments.

Using more concentrations of Hydrogen Peroxide would have produced a better looking graph and I would have liked to use concentrations higher than 20% to extend the graph so that the maximum possible rate of reaction could be reached.

The problem of the delay between pouring in the Hydrogen Peroxide, bunging the test tube and starting the stopwatch could have been limited by getting another person to start the stopwatch when the hydrogen peroxide was poured into the tube.

Descargo de responsabilidad

This is a real A-level school project and as such is intended for educational or research purposes only. Extracts of this project must not be included in any projects that you submit for marking. Doing this could lead to being disqualified from all the subjects that you are taking. You have been warned. If you want more help with doing your biology practicals then have a look at 'Advanced Level Practical Work for Biology' by Sally Morgan. If you want more detailed biology information then I'd recommend the book 'Advanced Biology' by M. Kent.

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This entry was posted on Thursday, June 5th, 2008 at 8:12 pm and is filed under Life. Puede seguir cualquier respuesta a esta entrada a través del feed RSS 2.0. You can leave a response, or trackback from your own site.

13 Responses to “The Effect Of Substrate Concentration On The Activity Of The Enzyme Catalase”

Would it be possible to have the same/a similar title for my coursework? this is very helpful. Would be great to use this is a guideline. Obviously not to copy.

Hi H.H, yes you can use this title. It isn’t my title – it was actually a title set by the exam board during the year I did my A-Levels. Good luck with your coursework.

Am I allowed to use this for secondary data for my controlled assessment?

Hi Zoë, yes you can use the data as long as you reference this web page. ¡Buena suerte!

Hi! I was wondering how i could reference this page in APA format. Since I don’t have an author’s name, I can barely reference this page properly…. ¡Gracias!

The reaction that breaks down large molecules into smaller moleculs is catabolism not anabolic reaction.

and also, shouldnt your graph’s x axis title be ‘concentration of hydrogen peroxide’ instead of ‘concentration of yeast’?

No. The x axis is fine. Because he adds water to the yeast not to the peroxide to change the concentration. So the indepent variable is the yeast and the indepent variable should be the x-axis!

Its catabolic reaction not anabolic.

CATABOLIC=CUT
as my bio teacher says

As the concentration increased , the amount of oxygen decrease? Why you wrote that it is directly proportional?

Hi I was just wondering how to cite this page all I got is the page name there is barely anything to cite can you help me

Hi Skye, you could just cite the page URL, and page title. Gracias.

Seems to be useful article but on some points your not correct.
forexample you said

“This type of reaction where a molecule is broken down into smaller pieces is called an anabolic reaction”.

What I know is that this type of reaction should be catabolism and not anabolism as you said.
anabolism and catabolism are two types of metabolism where the anabolism being building reaction and the catabolism being breaking reaction


Ver el vídeo: Cinética Enzimática. Factores que afectan la actividad enzimática (Febrero 2023).